Te ostatnie z kolei dzielą się na. Chromatografia cienkowarstwowa

MZRF

DVSMU

Katedra Chemii Ogólnej, Fizycznej i Koloidów

Praca pisemna

Chromatografia cienkowarstwowa. Zastosowanie w farmacji

Ukończył: uczeń grupy 201-F

Daniłow D. I.

Sprawdził: Nemov V. A.

Chabarowsk, 2005

PLAN:

Wstęp

Fizykochemiczne podstawy TLC

Chromatografia rozdziałowa na papierze

Podstawy chromatografii cienkowarstwowej

  • sorbenty
  • rozpuszczalniki
  • przygotowanie płyty
  • technika stosowania rozwiązań testowych

Chromatografia

Suszenie płytek.

Identyfikacja rozdzielonych substancji

Zastosowanie metody TLC w farmacji

  • Ilościowe oznaczanie saponin triterpenowych metodą HPTLC z wykorzystaniem densytometrii skaningowej
  • Badanie składu lipidowego i flawonoidowego próbek niektórych gatunków rodzaju Chin (Lathyrus.)

Wniosek

Literatura

Wstęp

Chromatografia cienkowarstwowa (TLC, TLC) jest jedną z najczęściej stosowanych metod analizy chromatograficznej, jednak najmniej popularną.
Pomimo znaczących niedociągnięć, które istniały do ​​niedawna, jest ona szeroko stosowana do jakościowej analizy mieszanin, głównie ze względu na niski koszt i szybkość uzyskania wyników. Chromatografię cienkowarstwową (TLC) opracowano pierwotnie do rozdzielania lipidów. Chociaż chromatografia bibułowa jest szybsza niż chromatografia kolumnowa, jej wadą jest to, że papier można wytwarzać wyłącznie z materiałów na bazie celulozy, co czyni go nieodpowiednim do rozdzielania substancji niepolarnych. Chromatografia cienkowarstwowa zachowuje wszystkie zalety chromatografii bibułowej, ale pozwala na zastosowanie dowolnego materiału, który można drobno zmielić i następnie uformować jednorodną warstwę. Mogą to być substancje nieorganiczne, takie jak żel krzemionkowy, tlenek glinu, ziemia okrzemkowa i krzemian magnezu, a także substancje organiczne, takie jak celuloza, poliamidy i proszek polietylenowy.

Fizykochemiczne podstawy chromatografii cienkowarstwowej.

Podstawą chromatografii cienkowarstwowej jest metoda adsorpcyjna, chociaż stosuje się również chromatografię podziałową.
Metoda adsorpcji opiera się na różnicy stopnia sorpcji-desorpcji rozdzielonych składników na fazie stacjonarnej. Adsorpcja odbywa się pod wpływem sił van der Walsa, które stanowią podstawę adsorpcji fizycznej, wielocząsteczkowej (powstawanie kilku warstw adsorbatu na powierzchni adsorbentu) i chemisorpcyjnej (oddziaływanie chemiczne adsorbentu i adsorbatu).
Efektywne procesy sorpcji-desorpcji wymagają dużej powierzchni, co stawia pewne wymagania przed adsorbentem. Dzięki dużej powierzchni rozdziału faz szybko ustala się równowaga pomiędzy fazami składników mieszaniny i następuje skuteczne rozdzielenie.
Innym typem stosowanym w metodzie chromatografii cienkowarstwowej jest chromatografia cieczowa z podziałem.
W chromatografii podziału obie fazy – ruchoma i stacjonarna – są cieczami, które nie mieszają się ze sobą. Rozdzielenie substancji opiera się na różnicy ich współczynników podziału pomiędzy tymi fazami.
Po raz pierwszy metoda chromatografii cienkowarstwowej ogłosiła się „chromatografią cienkowarstwową papierową”, która opierała się na metodzie dystrybucji rozdzielania składników.

Chromatografia rozdziałowa na papierze.

Ze względu na fakt, że stosowany w tej metodzie papier chromatograficzny (specjalne gatunki bibuły filtracyjnej) zawiera w porach wodę (20-22%), jako kolejną fazę stosuje się rozpuszczalniki organiczne.
Stosowanie chromatografii na papierze ma szereg istotnych wad: zależność procesu separacji od składu i właściwości papieru, zmiany zawartości wody w porach papieru przy zmianie warunków przechowywania, bardzo mała prędkość chromatografii ( do kilku dni) i niską powtarzalnością wyników. Te niedociągnięcia poważnie wpływają na rozpowszechnienie chromatografii bibułowej jako metody chromatograficznej.
Dlatego pojawienie się chromatografii w cienkiej warstwie sorbentu – chromatografii cienkowarstwowej – można uznać za naturalne.

Podstawy chromatografii cienkowarstwowej.

W metodzie TLC chromatografia substancji zachodzi w cienkiej warstwie sorbentu osadzonego na stałym, płaskim podłożu. Separacja w tej metodzie opiera się głównie na sorpcji-desorpcji.
Zastosowanie różnych sorbentów umożliwiło znaczne rozwinięcie i udoskonalenie tej metody.
Na początku metody płytki musiały być wykonane niezależnie. Ale dzisiaj stosuje się głównie płyty fabryczne, które mają dość szeroki zakres rozmiarów, nośników i podłoży.
Nowoczesna płytka chromatograficzna wykonana jest ze szkła, aluminium lub polimeru (np. politereftalanu). Ze względu na to, że podstawa szklana staje się coraz mniej popularna (często pęka, nie ma możliwości podzielenia płyty na kilka części bez uszkodzenia warstwy sorbentu, jest ona ciężka) najpowszechniej stosowanymi płytami są te, w których zastosowano folię aluminiową lub polimery jako zasady.
Do utrwalenia sorbentu stosuje się gips, skrobię, zol krzemionkowy itp., które utrzymują ziarna sorbentu na podłożu. Grubość warstwy może być różna (100 mikronów lub więcej), ale najważniejszym kryterium jest to, że warstwa musi mieć jednakową grubość w dowolnym miejscu płytki chromatograficznej.

Sorbenty

Najpopularniejszym sorbentem jest żel krzemionkowy.
Żel krzemionkowy to uwodniony kwas krzemowy, powstały w wyniku działania kwasów mineralnych na krzemian sodu i wysuszenia powstałego zolu. Po zmieleniu zolu wykorzystuje się frakcję o określonej wielkości ziaren (wskazanej na płytce, zwykle 5-20 mikronów).
Żel krzemionkowy jest polarnym sorbentem, w którym grupy -OH pełnią rolę centrów aktywnych. Łatwo adsorbuje wodę na powierzchni i tworzy wiązania wodorowe.
Glinka. Tlenek glinu jest słabo zasadowym adsorbentem i służy przede wszystkim do rozdzielania związków słabo zasadowych i obojętnych. Wadą płyt z tlenku glinu jest obowiązkowa aktywacja powierzchni przed użyciem w piecu w wysokich temperaturach (100-150 0 C) i niska zdolność adsorpcji warstwy w porównaniu z żelem krzemionkowym.
Ziemia okrzemkowa jest adsorbentem otrzymywanym z naturalnych minerałów: ziem okrzemkowych. Sorbent ma właściwości hydrofilowe, ale ma mniejszą zdolność adsorpcyjną warstwy w porównaniu z żelem krzemionkowym.
Krzemian magnezu jest mniej polarny niż żel krzemionkowy i jest zwykle stosowany w przypadkach, gdy bardziej polarne adsorbenty nie zapewniają skutecznej separacji.
Celuloza - Cienkowarstwowe płytki pokryte celulozą bardzo skutecznie oddzielają złożone cząsteczki organiczne. Adsorbent składa się głównie z kulek celulozowych o średnicy do 50 mikronów, przymocowanych do nośnika ze skrobią. Jednak podobnie jak w chromatografii bibułowej, wzrost frontu rozpuszczalnika następuje bardzo powoli.
W płytkach do chromatografii jonowymiennej jako adsorbent stosuje się żywice jonowymienne zawierające czwartorzędowe grupy amoniowe lub aktywne grupy sulfo biorące udział w wymianie jonowej. Chromatografię cienkowarstwową na tego typu płytkach przeprowadza się z fazami ruchomymi zawierającymi mocne kwasy lub zasady. Płytki te skutecznie oddzielają związki o dużej masie cząsteczkowej i związki amfoteryczne.

Powyższe sorbenty są najbardziej powszechne, ale oprócz nich istnieje wiele substancji stosowanych jako sorbenty. Są to talk, siarczan wapnia, skrobia itp.
Jednocześnie nawet wspomniane już sorbenty można modyfikować w celu nadania im nowych właściwości sorpcyjnych (impregnacja sorbentów odczynnikami np. AgNO 3, tworzenie płytek z fazą odwróconą). To właśnie ta różnorodność możliwych faz przy minimalnych kosztach umożliwia zastosowanie TLC do chromatografii ogromnej liczby substancji.

Rozpuszczalniki

W chromatografii cienkowarstwowej jako fazę ruchomą stosuje się czyste substancje (octan etylu, benzen itp.) lub mieszaniny substancji (układy) w określonym stosunku.
Dobór fazy ruchomej (układu) odbywa się według następujących zasad:

· Wybierz układ, w którym rozdzielone składniki mają niską rozpuszczalność (jeśli rozpuszczalność substancji jest duża, to substancje będą przemieszczać się z przodem, jeśli rozpuszczalność jest niska, pozostaną na starcie). W przypadku chromatografii podziału lub stosowania faz odwróconych rozpuszczalność substancji musi być wyższa w fazie ruchomej niż w fazie stacjonarnej.

· Skład systemu musi być stały i łatwo odtwarzalny.

· Rozpuszczalnik lub składniki systemu nie mogą być toksyczne ani zawierać niedoborów.

· System musi całkowicie oddzielić substancje o podobnej budowie, a różnice w Rf muszą wynosić co najmniej 0,05.

· Układ nie powinien powodować zmian chemicznych w wydzielonych składnikach.

· W wybranym układzie anality muszą mieć różne wartości Rf i być rozłożone na całej długości chromatogramu. Pożądane jest, aby wartości Rf mieściły się w zakresie 0,05-0,85.

· Przy wyborze systemu należy również wziąć pod uwagę charakter oddzielanych substancji. Zatem przy chromatografii substancji o właściwościach zasadowych układ nie powinien mieć właściwości kwasowych i odwrotnie.

Przygotowanie talerzy

W przypadku korzystania z zakupionych płytek należy je najpierw przygotować do chromatografii. Wynika to z faktu, że adsorbenty płytowe podczas przechowywania pochłaniają nie tylko wilgoć, ale także inne substancje zawarte w powietrzu. W przypadku stosowania w procesie chromatografii nieprzygotowanych płytek pojawia się front „brudu”, który może zakłócać oznaczanie substancji o dużych wartościach Rf, a niektóre substancje, np. woda, mogą zmieniać skład fazy ruchomej, zmieniając tym samym otrzymaną Wartości Rf.
Wstępne przygotowanie płytek polega na nasmarowaniu płytek czystym rozpuszczalnikiem na całą wysokość płyty (metanol, benzen, eter dietylowy), a następnie wysuszeniu płytki w piecu w temperaturze 110-120 0C przez 0,5-1 godzina. W ten sposób można przygotować jednocześnie kilka talerzy, a przechowywane w suchym, szczelnym miejscu zachowują swoje właściwości przez kilka miesięcy.

Technika stosowania badanych rozwiązań.

Jak się okazuje, nałożenie badanej substancji nie jest operacją tak skomplikowaną, a jednocześnie znacząco wpływa na uzyskiwane wyniki chromatografii.
Często badane są albo ciekłe anality, albo roztwory substancji stałych, bez wstępnego przygotowania próbki.
Dlatego zawsze należy pamiętać o szeregu punktów, które poważnie wpływają na wyniki separacji.
Najważniejsze jest stężenie aplikowanych substancji. W TLC zwyczajowo stosuje się stężenia roztworów około 1%. Z drugiej jednak strony czułość metody pozwala na oznaczenie substancji o znacznie niższych stężeniach.
Jeżeli nie jest znane całkowite stężenie składników substancji badanej lub stężenie jest znane, ale tego typu substancja nie została jeszcze poddana chromatografii, należy określić, jaka ilość roztworu badanego jest wystarczająca do chromatografii wysokiej jakości. Istnieje kilka technik pozwalających to ustalić.
Najpierw należy nanieść kilka plamek chromatografowanych roztworów o jednakowej wielkości, ale w różnych ilościach (np. 1, 2, 5 µl) i po chromatografii zbadać kształt i wielkość oddzielonych plam.
Zatem przy odpowiednim stężeniu kształt oddzielonych substancji będzie taki sam jak kształt nałożony na linię startu. Jeśli oddzielone plamy są większe niż plamka początkowa, wówczas zastosowane stężenie jest za wysokie. Pojawienie się „ogonów” i nieregularny kształt oddzielonych plam na płytce również może świadczyć o wysokim stężeniu, ale może być spowodowane źle dobranym układem chromatograficznym lub oddziaływaniem chemicznym rozdzielonych składników.
Dobierając ilość aplikowanej substancji oraz układ rozpuszczalników, można uzyskać na jednej płycie całkowite rozdzielenie nawet dziesięciu składników badanych substancji. Wygodne jest nakładanie próbek na specjalny stół z szablonami i ogrzewaniem. Plamy nakładamy na „linię startu” w odległości 1-2 cm od dolnej krawędzi płytki. Jest to konieczne, aby po opuszczeniu płytki do układu próbki się w niej nie rozpuściły, a cała naniesiona substancja została poddana chromatografii.
Nakładanie roztworów odbywa się za pomocą mikrostrzykawki lub stopniowanych kapilar. Wielkość nałożonej plamki nie powinna przekraczać 4 mm. Wynika to z faktu, że przy większym rozmiarze plamki pod wpływem sił fizycznych następuje zmiana kształtu, a granice oddzielanych składników mogą na siebie zachodzić.
Nanoszeniu substancji testowych na płytki nie powinno towarzyszyć zniszczenie sorbentu (co znacząco wpływa na jakość separacji), dlatego kroplę należy aplikować poprzez dotknięcie igłą lub kapilarą do warstwy sorbentu, a nie poprzez dociśnięcie. Na wielkość powstałej plamy wpływa nie tylko ilość zastosowanego roztworu, ale także polarność rozpuszczalnika i jego temperatura wrzenia. Zatem przy stosowaniu tej samej substancji w różnych rozpuszczalnikach powstała plama, w której jako rozpuszczalnik użyto metanolu, będzie większa niż plama z roztworu chloroformu. z drugiej strony po podgrzaniu podłoża parowanie rozpuszczalników będzie intensywniejsze, a także zmniejszy się wielkość plamki.
Oczywiście łatwiej jest do suszenia plam przy aplikacji używać suszarki do włosów, ale tylko wtedy, gdy mamy całkowitą pewność, że aplikowane substancje nie utlenią się pod wpływem gorącego powietrza.
Odległość pomiędzy aplikowanymi punktami powinna wynosić około 2 cm.
Czasami podczas chromatografii na płytkach obserwuje się efekt krawędziowy, w wyniku którego plamy nie są położone na tej samej linii, ale mają kształt podkowy lub ukośnie. Aby wyeliminować ten efekt, każdy punkt można „wyposażyć” we własny tor oddzielający naniesioną próbkę od pozostałych poprzez usunięcie przewodu sorbentu. Najlepiej zrobić to pod linijką z ostrym przedmiotem (np. skalpelem), należy jednak uważać, aby nie usunąć zbyt dużej ilości sorbentu.
Po naniesieniu substancji testowych na płytkę należy zadbać o całkowite usunięcie rozpuszczalników, ponieważ nawet niewielka zawartość rozpuszczalnika w substancji testowej może wpłynąć na rozdział, a nawet zmienić skład układu chromatograficznego.
Usuwanie rozpuszczalników odbywa się zwykle poprzez naturalne suszenie płytek przez 5-10 minut lub przez ogrzewanie suszarką do włosów lub w piekarniku.

Chromatografia

Chromatografia cienkowarstwowa ma kilka metod, głównie związanych z rodzajem ruchu rozpuszczalników.

Rosnąca chromatografia cienkowarstwowa

Zstępująca chromatografia cienkowarstwowa

Pozioma chromatografia cienkowarstwowa

· Promieniowa chromatografia cienkowarstwowa.

Rosnąca chromatografia cienkowarstwowa

Ten rodzaj chromatografii jest najbardziej powszechny i ​​polega na tym, że czoło układu chromatograficznego unosi się wzdłuż płytki pod wpływem sił kapilarnych, tj. przód układu chromatograficznego przesuwa się od dołu do góry. Do tej metody wykorzystuje się najprostszy sprzęt, gdyż jako komorę chromatograficzną można zastosować dowolny pojemnik z płaskim dnem i szczelnie przylegającą pokrywą, w której można swobodnie zmieścić płytkę chromatograficzną.
Metoda wstępującej chromatografii cienkowarstwowej ma wiele wad. Przykładowo, tempo wznoszenia się frontu wzdłuż płyty przebiega nierównomiernie, tj. w dolnej części jest najwyższa, a wraz ze wzrostem frontu maleje. Dzieje się tak dlatego, że w górnej części komory nasycenie oparami rozpuszczalnika jest mniejsze, przez co rozpuszczalnik z płyty chromatograficznej odparowuje intensywniej, przez co zmniejsza się jego stężenie i spowalnia prędkość ruchu. Aby wyeliminować tę wadę, do ścian komory chromatograficznej przymocowane są paski bibuły filtracyjnej, wzdłuż której wznoszący się układ chromatograficzny nasyca komorę parą w całej jej objętości.
Niektóre komory chromatograficzne są podzielone na dwie tace na dole. Ulepszenie to pozwala nie tylko zmniejszyć zużycie układu chromatograficznego (wymagana jest mniejsza objętość, aby uzyskać wymaganą wysokość układu chromatograficznego), ale także zastosować dodatkową kuwetę na rozpuszczalnik zwiększający prężność pary nasyconej w komorze.
Kolejną wadą jest konieczność monitorowania frontu rozpuszczalnika, gdyż linia frontu rozpuszczalnika może „uciekać” do górnej krawędzi. W takim przypadku nie jest już możliwe określenie rzeczywistej wartości Rf.

Zstępująca chromatografia cienkowarstwowa

Metoda chromatograficzna polega na tym, że czoło układu chromatograficznego opada wzdłuż płytki głównie pod wpływem siły ciężkości, tj. przód fazy ruchomej przesuwa się z góry na dół.
W przypadku tej metody w górnej części komory chromatograficznej mocowana jest kuweta z układem chromatograficznym, z której za pomocą knota podawany jest rozpuszczalnik na płytkę chromatograficzną, który spływa w dół i badana próbka jest poddawana chromatografii.
Wady tej metody obejmują złożoność sprzętu. Metodę tę stosuje się głównie w chromatografii bibułowej.

Pozioma chromatografia cienkowarstwowa

Ta metoda jest najbardziej złożona pod względem sprzętowym, ale najwygodniejsza. Zatem w komorze chromatograficznej płytkę ustawia się poziomo, a układ podaje się za pomocą knota do jednej krawędzi płytki. Front rozpuszczalnika porusza się w przeciwnym kierunku.
Jest jeszcze jeden trik, który pozwala niezwykle uprościć aparat. W tym celu płytkę chromatograficzną na aluminiowym podłożu lekko wygina się i umieszcza w komorze. W takim przypadku system będzie odbierał dane wejściowe z obu stron jednocześnie. Do tego celu nadają się tylko płyty z aluminiowym podłożem, ponieważ podstawa z tworzywa sztucznego i szkła jest „nieuginająca się”, tj. nie zachowuje swojego kształtu.
Zaletami tej metody jest to, że w kuwecie poziomej układ nasyca się parami znacznie szybciej, prędkość frontu jest stała. A gdy chromatografię wykonujemy obustronnie, front nie „ucieka”

Promieniowa chromatografia cienkowarstwowa.

Promieniowa chromatografia cienkowarstwowa polega na nałożeniu badanej substancji na środek płytki i dodaniu układu, który przemieszcza się od środka do krawędzi płytki.

Suszenie płytek.

Po procesie rozdziału badanych substancji płytki poddaje się suszeniu. Jest to również ważny proces, ponieważ nawet jeśli na płytce znajdują się ślady rozpuszczalnika, można uzyskać nieprawidłowe wyniki chromatograficzne.
Jeżeli układ chromatograficzny zawierał wyłącznie składniki niskowrzące, wówczas wystarczające jest naturalne suszenie przez 3-5 minut. Jeżeli w systemie znajdują się ciecze o wysokiej temperaturze wrzenia (alkohole, woda, kwasy organiczne itp.), płyty należy suszyć przez co najmniej 10 minut lub umieścić w suszarce.

Identyfikacja rozdzielonych substancji.

Wysuszona płytka stanowi chromatogram badanych substancji. Jeżeli substancje są zabarwione, identyfikacja rozpoczyna się od określenia koloru oddzielonych substancji.
Jednak w większości przypadków oddzielane substancje są bezbarwne i proste porównanie wizualne nie jest możliwe.
W przypadku chromatografii cienkowarstwowej istnieje kilka rodzajów analizy jakościowej (identyfikacji) rozdzielonych substancji:

· Metody wizualne i oznaczanie Rf rozdzielonych substancji.

· Reakcje kolorystyczne.

· Porównanie ze świadkami.

· Fizykochemiczne metody identyfikacji.

Przyjrzyjmy się bliżej każdemu rodzajowi analizy jakościowej w chromatografii cienkowarstwowej.

Metody fizyczne

Metody wizualne służą głównie do określenia położenia plam rozdzielonych substancji na płytce chromatograficznej. W tym celu płytkę bada się zarówno w świetle widzialnym, jak i za pomocą światła ultrafioletowego (głównie światła o długości fali 366 i 254 nm)
Jest to pierwszy etap identyfikacji, podczas którego określana jest jakość wybranych warunków oraz uzyskane wyniki chromatograficzne.
Zatem po ustaleniu jakości chromatografii (brak „ogonów” rozdzielonych substancji lub nakładania się ich plam, prawidłowy kształt i wielkość, brak łączenia się ścieżek chromatograficznych itp.) oraz separację uznano za nadające się do dalszych badań, wyznacza się Rf zidentyfikowanych plam.

Wartość Rf.

Jednym z głównych wskaźników w TLC jest wskaźnik Rf. Parametr ten jest analogią czasu retencji i zależy zarówno od właściwości rozdzielanych substancji, składu fazy ruchomej i sorbentu, jak i od parametrów fizycznych.
Wartość Rf określa się jako stosunek odległości przebytej przez substancję do odległości przebytej przez czoło rozpuszczalnika

Wartość Rf jest wielkością bezwymiarową i ma wartość od 0 do 1. Jednak w literaturze często spotyka się wskaźniki takie jak hRf, Rf×100, które są tym samym Rf, ale pomnożonym przez 100, aby nie działać z wartościami dziesiętnymi.
Na wartość Rf nie ma wpływu odległość przebyta przez front rozpuszczalnika, jednak wiele metod opisuje przejście frontu w odległości 10 cm, co służy jedynie ułatwieniu obliczeń Rf.
W praktyce na początku określa się odległość, jaką przebył front rozpuszczalnika: od linii początkowej (a nie od krawędzi płytki) do miejsca, w którym znajdował się front na końcu chromatografii. Następnie określa się odległość od linii startu do miejsca oddzielania się substancji. Tutaj wielkość plamy odgrywa rolę! W końcu, jeśli plamka ma okrągły kształt i mały rozmiar, wówczas wynikowy Rf ma wyraźną wartość. A jeśli powstała plamka jest duża lub ma nieregularny kształt, to przy określaniu Rf takiej plamki błąd może osiągnąć 0,1!
W przypadku chromatografii podziału współczynnik podziału substancji i jej Rf są powiązane zależnością:

Gdzie Sp I Sn- pola przekrojów fazy ruchomej i stacjonarnej.
Jak widzimy, współczynnik podziału przy stałym stosunku Sp/Sn jest wielkością proporcjonalnie zależną od Rf i można ją przez nią wyznaczyć.

Reakcje barwne.

Reakcje barwne w chromatografii cienkowarstwowej są niezwykle szeroko stosowane. Służą nie tylko do określenia lokalizacji rozdzielonych składników (obróbka kwasem siarkowym, parami jodu), ale także do określenia zarówno klasy substancji, jak i identyfikacji (w obecności poszczególnych reakcji).
Nie będziemy tutaj rozważać tej ogromnej różnorodności barwnych reakcji jakościowych, powiemy jedynie, że jeśli wszystkie reakcje jakościowe są zbieżne, a uzyskane wartości Rf substancji pokrywają się w trzech różnych układach z danymi literaturowymi, substancja zostaje zidentyfikowana. Chociaż moim zdaniem potrzebne jest dodatkowe potwierdzenie badaniami inną metodą fizyko-chemiczną.

Porównanie ze świadkiem.

Podczas prowadzenia badań substancji o oczekiwanym składzie stosuje się metodę chromatografii świadek- znana substancja. Metodę tę stosuje się, gdy trudno wytrzymać warunki chromatograficzne, brak jest w literaturze danych Rf dla tego układu lub adsorbentu, zastosowanie metody gradientowej itp. A przeprowadzając reakcje barwne, można porównać nie tylko kolory, ale także odcienie badanych substancji i świadków, co również jest ważne.
Z drugiej strony metoda ta wymaga dodatkowych kosztów dla świadków.

Metody analizy ilościowej

Analiza ilościowa w chromatografii cienkowarstwowej ma kilka rodzajów, charakteryzujących każdy etap rozwoju metody. Chociaż niektóre metody można stosować jedynie półilościowo, nadal są one stosowane w praktyce.

Metoda porównania wizualnego. Jak wspomniano powyżej, intensywność barwy plamki i jej wielkość zależą od ilości chromatografowanej substancji. Dlatego też ocena wizualna opiera się na kilku technikach.
Metoda rozcieńczania. Metoda ta polega na wyznaczeniu dla każdej substancji granicznego stężenia, przy którym substancji nie można oznaczyć metodą chromatograficzną. Podczas chromatografii substancję badaną rozcieńcza się, aż przestanie pojawiać się na płytce.
Zawartość substancji C określona tą metodą określa się ze wzoru:

Gdzie N-roztwór, A- stężenie substancji, przy którym nie pojawia się ona podczas chromatografii.
Metoda wyznaczania powierzchni plamki. Jeżeli stosuje się równe objętości substancji badanej i świadków, wówczas powstałe obszary plam po chromatografii są proporcjonalne do logarytmu stężenia substancji. S= a ln c+b

gdzie aib są współczynnikami empirycznymi wyznaczonymi eksperymentalnie.
Jeżeli plamka wydzielonej substancji ma ostre granice, wówczas powierzchnię plamki można wyznaczyć metodą grawimetryczną (wyciąć plamę i zważyć), mierząc planimetrem. Ta metoda daje błąd do 10-15%.
Ma jednak szereg istotnych wad. Pierwszą i najważniejszą jest to, że w ten sposób można określić stężenie substancji zabarwionych lub wykazujących fluorescencję w zakresie UV (254, 366 nm). Wadę tę można wyeliminować dodając do sorbentu różne luminofory, co zwiększa błąd oznaczania.
Można również zastosować obróbkę płytek substancjami wywołującymi (odczynnikami) (np. zastosowanie bibuły filtracyjnej nasączonej odczynnikiem wywołującym, a następnie kontakt z płytką chromatograficzną i dalsze oznaczenie na niej powierzchni wywołanej substancji) , ale błąd określenia jest również wysoki.
Potrzeba bardziej wiarygodnego wyniku kwantyfikacji doprowadziła do zastosowania metod instrumentalnych.
Metoda elucji. Metoda ta polega na tym, że wydzieloną substancję zmywa się z sorbentu rozpuszczalnikiem i oznacza się jej stężenie innymi metodami – fotometryczną, polarograficzną itp. Jest to dość dokładna metoda, ale tylko wtedy, gdy wydzielona substancja zostanie wyizolowana ilościowo. Metoda ta, ze względu na dużą pracochłonność, jest stosowana dość rzadko i jest niedopuszczalna przy badaniu dużej liczby próbek.
Metoda fotograficzna oznaczanie polega na sfotografowaniu płytek z wydzieloną substancją i dalszym określeniu stopnia zaczernienia za pomocą dezynmetrów.
Metoda radiograficzna podobny do fotometrycznego, z tą tylko różnicą, że określa się zaczernienie płyty spowodowane promieniowaniem oddzielanej substancji. Metodę tę stosuje się tylko przy oznaczaniu substancji ze znakowanymi atomami.
Metoda fotodezyntometryczna można stosować bez izolowania substancji od płytki i polega na określeniu nie tylko powierzchni plamy, ale także jej intensywności.
Jest to najdokładniejsza metoda oznaczania stężeń substancji, gdyż pozwala przy wykorzystaniu wykresów kalibracyjnych przeprowadzić w miarę dokładne ilościowe oznaczenia wszystkich oddzielonych substancji (do 2-10%) bezpośrednio na płytce w krótkim czasie czas.
Nic dziwnego, że wraz z rozwojem chromatografii cienkowarstwowej wzrasta zastosowanie dezymetrów, czułość, a co za tym idzie dokładność oznaczania stężenia rozdzielonych substancji, wzrasta i zbliża się do dokładności wysokosprawnej chromatografii cieczowej.

Ryż. 1. Typowa komora do wywoływania płytki chromatograficznej z cienką warstwą

  1. pokrywa
  2. szklana komora
  3. Płyta TLC
  4. sorbent
  5. przykładowa witryna aplikacji
  6. rozpuszczalnik

Typowy chromatogram TLC estrów metylowych kwasów tłuszczowych.

Na chromatogramie SŁAWA= estry metylowe kwasów tłuszczowych = estry metylowe kwasów tłuszczowych. Początek= punkt zastosowania rozdzielanych mieszanin.

Chromatogram przeprowadzono na płytce Sorbfil. Układ - benzen. Manifestacja - zwęglenie po spryskaniu kwasem siarkowym.

Kropka 1 - estry metylowe kwasów tłuszczowych. Kropka 2 - produkty metylacji powszechnych lipidów.

Strzałka pokazany jest kierunek ruchu frontu rozpuszczalnika (układu). Podczas chromatografii czoło rozpuszczalnika przesunęło się w stronę górnej krawędzi płytki.

Zastosowanie metody TLC w farmacji

Duże znaczenie metod chromatograficznych w farmacji wynika z faktu, że przy produkcji leków w wielu przypadkach wymagana jest wstępna izolacja produktów naturalnych lub syntetycznych w ich czystej postaci. Analizy często opierają się także na rozdzielaniu mieszanin na składniki. Przyjrzyjmy się dwóm przykładom zastosowania metody TLC, potwierdzającym jej znaczenie w analizie i produkcji substancji leczniczych.

ILOŚCIOWE OZNACZANIE SAPONINY TRITERPENOWEJ METODĄ HPTLC Z WYKORZYSTANIEM densytometrii skaningowej

Saponiny triterpenowe (glikozydy) są aktywnymi składnikami wielu leków.

Większość obecnie stosowanych metod ilościowego oznaczania saponin triterpenowych opiera się na hydrolizie kwasowej tych ostatnich z dalszym oznaczaniem aglikonu, najczęściej metodą miareczkową, rzadziej metodami analizy spektralnej.

Metody takie, polegające na niszczeniu cząsteczek saponin, mają szereg wad. Są długotrwałe i nie pozwalają na ilościową ocenę proporcji poszczególnych saponin w preparatach zawierających saponiny ogółem.

W większości przypadków autorzy ograniczają się zwykle do oceny jakościowej przy użyciu metody TLC, najbardziej dostępnej i prostej chromatograficznej metody analizy. Stosowanie TLC do ilościowego oznaczania zawartości składników utrudnia brak densytometrów skaningowych.

W pracy przedstawiono wyniki ilościowego oznaczania TLC niektórych saponin triterpenowych, pochodnych kwasu oleanolowego, w farmaceutykach i ekstraktach z surowców roślinnych.

Jako obiekty badań wybraliśmy saponiny triterpenowe z aralii mandżurskiej (aralozydy). w pracach podjęto kwestię jakościowego oznaczania ich w różnych obiektach, a także saponiny triterpenowe buraka cukrowego – substancje o ustalonym działaniu farmakologicznym. Obydwa są pochodnymi kwasu oleanolowego z niewielką (nie więcej niż czterema) ilością reszt cukrowych, co sugeruje ich podobne zachowanie w cienkiej warstwie sorbentu

Jako wzorce przyjęto sumę aralozydów wyizolowanych z tabletek Saparal oraz sumę saponin buraka cukrowego wyizolowanych ze świeżo zebranych kłączy. Do naniesienia na płytkę przygotowano wodno-alkoholowe (80% etanol) roztwory saponin zawierające 0,4 - 2,0 mg/ml. Chromatografię przeprowadzono przy użyciu płytek TLC „Silufol” (Czechy) 15 x 15 cm, „Armsorb” do HPTLC (Armenia) 6 x 10 cm i „Sorbfil” (Rosja) 10 x 10 cm. Wysokość podwyższenia frontu wystarczająca do całkowitego rozdzielenia wynosiła odpowiednio 10,6 i 6 cm. Próbki nanoszono za pomocą mikrostrzykawki MSh-10 (Rosja) na płytkę podgrzaną do temperatury 40°C Optymalna objętość naniesionej próbki wynosiła 3-5 µl.Aplikację przeprowadzono w kilku etapach, tak aby średnica punktu początkowego nie przekraczała nie przekraczać 2 mm.

Chromatografię prowadzono w temperaturze 20 - 25°C. Po zakończeniu elucji płytki osuszono na powietrzu i potraktowano odczynnikiem wykrywającym, stosując laboratoryjną szklaną butelkę z rozpylaczem. Skanowanie stref przeprowadzono przy użyciu densytometru skaningowego Shimadzu CS-9000 (Japonia) Porównano jakość stref uzyskanych metodą chromatografii w trzech najczęściej zalecanych układach elucyjnych: I. chloroform - metanol - woda (30:17:3): II.n-butanol – etanol – amoniak (7:2:5) III.n-butanol – woda – kwas octowy (4:5:1), warstwa wierzchnia IV.benzen – octan etylu (1:1) ( w przypadku buraków saponinowych).

Jako odczynniki detekcyjne zastosowano 25% alkoholowy roztwór kwasu fosforowolframowego (malinowe plamki saponin na białym tle). najczęściej stosowany do ilościowych oznaczeń TLC takich związków oraz 10% alkoholowy roztwór kwasu fosfomolibdenowego, zalecany do rozwoju stref triterpenoidowych (strefy saponin są ciemnoniebieskie na żółtym tle). W tym drugim przypadku potraktowanie płytek oparami amoniaku pozwala na odbarwienie tła i zwiększenie kontrastu plam.

W wyniku przeprowadzonych badań wybrano optymalne warunki przebiegu procesu chromatograficznego do oznaczeń densytometrycznych. Armsorb do HPTLC został uznany za najlepszy z trzech typów płytek. Wysoką efektywność procesu zapewnia cienka (II0 µm) i jednorodna pod względem składu frakcyjnego (5-10 µm) warstwa żelu krzemionkowego, która zapewnia dobrą separację i minimalną erozję stref nawet przy wzroście czoła rozpuszczalnika o 6 cm. Płytki Sorbfil są prawie tak samo dobre pod względem zdolności separacji, ale czas elucji jest dla nich prawie dwukrotnie dłuższy. Płytki silufolowe, charakteryzujące się odpowiednio dużą szybkością elucji, pozwalają na rozdzielenie składników na dłuższej drodze chromatograficznej, co prowadzi do pewnego rozmycia stref, ale możliwe jest także ich zastosowanie.

Elucję można przeprowadzić dość skutecznie w dowolnym z trzech pierwszych systemów elucji. I daje zysk w czasie, IV pozwala uzyskać lepszą separację saponin buraka cukrowego niż pierwsze trzy.

Obydwa odczynniki detekcyjne dają dość stabilne zabarwienie stref podczas skanowania w ciągu 1 - 2 godzin od momentu wywołania. Po tym okresie strefy saponinowe na płytkach traktowanych kwasem fosfonowolframowym zmieniają barwę z karmazynowej na fioletową, co może prowadzić do zniekształcenia wyników analizy ilościowej podczas skanowania. W tym przypadku bardziej korzystne jest leczenie kwasem fosfomolibdenowym. Płytki ze strefami wywołanymi tym odczynnikiem przechowywane w miejscu chronionym przed światłem dawały w pełni powtarzalne wyniki po kilku miesiącach od momentu wywołania.

Granica wykrywalności saponin wynosiła 5 µg w próbce przy wywoływaniu kwasem fosfomolibdenowym i 0,5 µg w próbce przy wywoływaniu kwasem fosfomolibdenowym. Traktowanie parami amoniaku pozwoliło w tym ostatnim przypadku obniżyć granicę wykrywalności saponin do 0,2 µg w próbce.

Ilościowe oznaczanie saponin metodą TLC z wykorzystaniem densytometrii skaningowej przeprowadzono na płytkach Armsorb (szybkość chromatografii w tym przypadku wynosiła 2 razy wyższy) lub „Sorbfil” w układach elucyjnych II i III (jako zawierający mniej toksycznych składników). Wykrywanie stref przeprowadzono za pomocą 10% roztworu kwasu fosfomolibdenowego. Objętość naniesionej próbki nie przekracza 5 µl, wysokość wzniesienia czoła eluentu wynosi 6 cm, czas elucji 30 – 60 minut. Długość fali skanowania λ = 675 nm. Po obróbce płytek saponiny aralii i buraka cukrowego pojawiają się w postaci trzech stref o różnej intensywności.

Ogólny widok densytogramów uzyskanych podczas skanowania przedstawiono na ryc. 1.

Porównanie chromatogramów saponin wyizolowanych z tabletek „Saparal” (ryc. 1, a) i „Tincture of Aralia” (ryc. 1,6) pozwala nam zauważyć różne wskaźniki 44

aralozydy A, B i C, które wchodzą w skład tych postaci dawkowania. Podobną niespójność w proporcjach poszczególnych saponin w surowcach w zależności od warunków wzrostu rośliny odnotowano już wcześniej. Stosunek saponin w gotowych postaciach dawkowania można łatwo ocenić na podstawie uzyskanych densytogramów. Ponieważ chromatogram pokazuje 3 strefy odpowiadające saponinom, a densytogram ma odpowiednio trzy piki, przy konstruowaniu zależności kalibracyjnej zsumowano pola powierzchni wszystkich pików. Błąd w tym przypadku był mniejszy niż przy obliczeniach opartych na parametrach piku jednej ze składowych, przy uwzględnieniu zmienności ich stosunku (rys. 2).

Ryż. I. Densytogramy uzyskane po skanowaniu płytek TLC: A- Saponiny Aralia wyizolowane z tabletek „Saparal”; 6 - saponiny z nalewki Aralia; V- saponiny z buraków cukrowych. Całkowita zawartość saponin w próbce wynosi 5 µg. A, B, C- szczyty saponin; 0 - linia startu; F- Linia frontu.

Ryż. 2. Zależność kalibracyjna sumy pól powierzchni saponin pikonowych na chromatogramie od ich zawartości w próbce. / - Saponiny Aralii; 2 - saponiny z buraków cukrowych. Oś odciętych to zawartość saponin w próbce (mcg), oś rzędnych to suma powierzchni pików (cm2).

Zależność kalibracyjną sumy powierzchni pików na densytogramie od zawartości substancji w próbce uzyskano metodą chromatografii szeregu roztworów wzorcowych o znanej zawartości saponin. Roztwór początkowy przygotowano poprzez rozpuszczenie dokładnie odważonej porcji saponin w 80% etanolu, wysuszenie do stałej masy. Przygotowano serię roztworów roboczych poprzez seryjne rozcieńczenia roztworu początkowego 80% etanolem. Zawartość w nich saponin wynosiła 0,04 – 2,0 mg/ml (0,2 – 10 µg w próbce o objętości 5 µl). Ten zakres stężeń można uznać za optymalny do skanowania. Minimalna zawartość saponin oznaczona tą metodą wynosi 0,2 µg/próbkę. Względne odchylenie standardowe w tym przypadku nie przekracza 0,03.

Uzyskane zależności kalibracyjne mają charakter nieliniowy, co jest w pełni zgodne z teorią Kubelki-Munka, która uwzględnia absorpcję i rozpraszanie światła przez sorbent. W wąskim zakresie niskich stężeń zależności można uznać za liniowe (0,2 – 2,0 µg/próbkę). Nieliniową część krzywych można zlinearyzować, przeliczając ilość substancji w próbce i powierzchnię piku na wielkości odwrotne i przybierając postać pokazaną na ryc. 3.

Ryż. 3. Zależność odwrotności sumy powierzchni pików saponin na chromatogramie (1/S 10 -1) od ich odwrotności zawartości w próbce (1/m - 10 -1). 1 -aralia saponiny; 2 - saponiny z buraków cukrowych.

Korzystając z otrzymanej zależności kalibracyjnej oznaczono zawartość saponin w nalewce Aralia. 5 ml nalewki rozcieńczono 70% etanolem w 25 ml kolbie miarowej. 5 µl powstałego roztworu naniesiono na linię startu płytek Armsorb, na sąsiadujący punkt 5 µl mianowanego roztworu aralozydów o stężeniu 1 mg/ml (5 µg w próbce) Płytki umieszczono przetwarzane w sposób opisany powyżej.

Różnica pomiędzy uzyskanymi wynikami a wynikami oznaczeń przy użyciu FS 42-1647-93 (5,3 mg/ml) wynosiła 6 - 7% w kierunku zawyżenia, co można tłumaczyć utratą saponin podczas wieloetapowego wstępnego przygotowanie próbki za pomocą FS (tabela).

Opisaną powyżej metodę zastosowano do oznaczenia saponin w tabletkach Saparal oraz w surowcach roślinnych (korzeniach aralii mandżurskiej i kłączach buraków cukrowych) ze wstępną wyczerpującą ekstrakcją saponin z tabletek z surowców - 80% gorącego etanolu. Odchylenia od wyników oznaczeń według FS 42-1755 - 81 dla tabletek (0,040 g) mieszczą się w tych samych granicach jak dla nalewki (tabela).

Tym samym wykazano możliwość szybkiego ilościowego oznaczania niektórych saponin triterpenowych i pochodnych kwasu oleanolowego w środkach farmaceutycznych i surowcach roślinnych metodą HPTLC z późniejszą oceną ilościową powstałych stref za pomocą densytometrii skaningowej.

Wyniki oznaczeń dość dobrze korelują z wynikami oznaczeń metodą FS. Technika ta pozwala na połączenie określenia autentyczności leków metodą TLC (przez FS) z późniejszym skanowaniem stref składników na płytkach i ich oceną ilościową. Chromatogramy uzyskane metodą skaningową pozwalają również na określenie proporcji poszczególnych saponin w analizowanych obiektach.

Wyniki ilościowego oznaczania aralozndów wCTofik-z Aralii (I) i tabletki „Saparal” (2) firmy THC przy użyciu skanowania dsnsptoietrnn /” = 0,95, i - 5,/=2,78,/=4

BADANIE SKŁADU LIPIDOWEGO I FLAWONIDOWEGO PRÓBEK NIEKTÓRYCH GATUNKÓW RODZAJU ( Latyrus .)

Z wielu przedstawicieli rodziny roślin strączkowych, takich jak lucerna, koniczyna łubinowa, wyka, wyizolowano flawonoidy, które mają szerokie spektrum działania: przeciwzapalne, gojące rany, wzmacniające naczynia itp. Z koniczyny czerwonej wyizolowano izoflawony: biochaninę A – 0,8% i formononetynę – 0,78%, które wykazują działanie estrogenne.

Badaliśmy skład flawonoidów u niektórych gatunków z rodzaju: Ch. siew (I), Chlugovaya (II), Ch. wiosna (III), Ch. las (IV).

W celu ewentualnego wykorzystania kompleksu lipidowego w dodatkach do żywności i lekach zbadano także pełny skład frakcyjny lipidów w trawie i nasionach brody.

Materiały i metody

Izolację frakcji lipidowej z suchych surowców przeprowadzono metodą Bligha i Dyera.

Do próbki (0,2 g) suchego materiału roślinnego dodano 1,6 ml wody destylowanej i pozostawiono w chłodnym miejscu na 24 godziny. Następnie dodano 6 ml mieszaniny chloroform - metanol (1:2) i pozostawiono na 3 dni, po czym odwirowano przy 8 tys. obr/min przez 15 minut. Do klarownego supernatantu dodano 2 ml wody i 2 ml chloroformu. Powstały układ dwufazowy rozdzielono w rozdzielaczu. Warstwę chloroformową przemyto dwukrotnie metanolem i odparowano do sucha na wyparce obrotowej. Pozostałość wysuszono w eksykatorze próżniowym, następnie rozcieńczono chloroformem do stężenia 10 mg/ml i roztwór przechowywano w stabilizowanym chloroformie w + 4°C.

Analizę jakościową frakcji lipidowej przeprowadzono metodą TLC na płytkach Kieselgel 60 (254) w następujących układach rozpuszczalników:

A. Dla lipidów obojętnych: 1) Heksan – benzen (9:1); 2) Heksan – eter – kwas octowy (90:10:1).

B. Dla lipidów polarnych (fosfolipidów): 1) chloroform – aceton – metanol – kwas octowy – woda (6:8:2:2:1), kwaśny; 2) chloroform - meta-

nol – 26% amoniak (65:25:5), zasadowy; 3) chloroform - metanol - woda (65:25:4), obojętny.

Określając skład jakościowy fosfolipidów, ich identyfikację przeprowadzono stosując różne wywoływacze (pary jodu, ninhydryna, odczynnik Dragendorffa, kwas siarkowy) oraz stosując Rf standardy.

Powyższy zestaw układów i odczynników pozwolił na kompleksową analizę frakcji lipidowych wyizolowanych z próbek chińskich.

Do badań składu flawonoidów z uwzględnieniem faz sezonu wegetacyjnego wybrano następujące próby: I (faza kwitnienia); IV (faza kwitnienia); III (towarzysząca) faza pączkowania; II (faza kwitnienia); II (faza owocowania); II (faza wegetacyjna przed kwitnieniem).

Izolację flawonoidów z suchych surowców przeprowadzono metodą zapewniającą ich wyczerpującą ekstrakcję.

W tym celu 1 g rozdrobnionego ziela umieszczono w kolbie z refluksem, zalano 20 ml 70% etanolu i gotowano przez 20 minut w łaźni wodnej. Ekstrakt ochłodzono, przesączono przez szklany filtr Schotta i odparowano do sucha na wyparce obrotowej. Pozostałość rozpuszczono w alkoholu etylowym do końcowego stężenia 10 mg/ml. Oznaczenie całkowitej zawartości flawonoidów przeprowadzono stosując rutynę jako standard. Wyniki tego badania przedstawiono w tabeli. 3.

Oznaczenie składu jakościowego flawonoidów przeprowadzono metodą TLC na płytkach Kieselgel 60(254) firmy Merck, w układzie rozpuszczalników n-butanol – kwas octowy – woda (6:1:2). Detektor - kwas siarkowy w promieniach UV (254 nm) - plamy flawonoidów bzu na zielonym tle.

Tabela 1

Całkowita zawartość flawonoidów w surowcach (trawach) różnych rodzajów traw (w% w przeliczeniu na bezwzględną suchą masę)


Ryż. 1. TLC składu flawonoidów poszczególnych gatunków z rodzaju China. C – suma świadków flawonoidów: onina – Rf 0,28; rutyna - R 0,48; glukozyd luteoliny - Rf 0,58; formononetyna - Rf 0,64; kwercetyna - Rf0,79: luteolina - Rf 0,82; biochanina A - Rf 0,85; apigenina - Rf 0,92.

Ryż. 2. TLC flawonoidów łąkowych w różnych fazach sezonu wegetacyjnego. IIa - faza kwitnienia; IIb – faza owocowania: IIc – faza wegetacji przed kwitnieniem. C – suma świadków flawonoidów: onina – Rf f 0,28; rutyna - Rf 0,48; glukozyd luteoliny - Rf 0,58; formononetyna - Rf 0,64; kwercetyna - Rf 0,79; luteolina - R ( 0,82; biochanina A - Rf 0,85; apigenina - Rf 0,92.

Badając skład flawonoidów II w różnych fazach sezonu wegetacyjnego zauważono, że oprócz rutyny i kwercetyny w ekstrakcie w zauważalnych ilościach występowały ononina i formononetyna. Pozostałe flawonoidy występują w śladowych ilościach.

Tym samym wykazano, że w różnych typach podbródka, w różnych fazach sezonu wegetacyjnego, zawierają one zarówno glikozydy, jak i aglikony – ononinę, rutynę, glukozyd luteoliny oraz ich aglikony: formononetynę, kwercetynę i luteolinę, a ich skład różni się w zależności od rodzaju rośliny i w jednej roślinie (podbródek łąkowy) w zależności od fazy sezonu wegetacyjnego.

Tabela 2

Ilościowa zawartość głównych flawonoidów u poszczególnych przedstawicieli rodzaju (w %, w przeliczeniu na całkowicie suchą masę)

W II w okresie wegetacyjnym stwierdzono zarówno ononinę, jak i formononetynę. W okresie kwitnienia i owocowania ilość ononiny zauważalnie spada, a zwiększa się ilość formononetyny.

Ilościową zawartość głównych flawonoidów w badanych próbkach oznaczono metodą ilościowej TLC w tych samych warunkach. Wyniki tego badania przedstawiono w tabeli. 2.

Jak wynika z danych w tabeli. 2, różne rodzaje podbródka są bogatym źródłem bloflawonoidów, dzięki czemu rośliny te wykazują jeden z typów aktywności biologicznej.

Wniosek:

Jednym z ważnych zadań współczesnej chemii jest rzetelna i dokładna analiza substancji organicznych, często o podobnej strukturze i właściwościach. Bez tego niemożliwe jest prowadzenie badań chemicznych, biochemicznych i medycznych; środowiskowe metody analiz środowiskowych, badań kryminalistycznych, a także przemysł chemiczny, naftowy, gazowy, spożywczy, medyczny i wiele innych sektorów gospodarki narodowej opierają się w dużej mierze na Ten. Przedstawiono tu jedynie niewielką część metod i technik chromatografii cienkowarstwowej. Ale jak widać z tej małej rzeczy, chromatografia cienkowarstwowa ma znaczące i poważne możliwości w połączeniu z wygodą i prostotą.

Jednakże wdrożono także gazową wersję TLC. Jako takie stosuje się drobnoziarnisty Al 2 O 3 itp. pokryty szkłem, folią lub płytami; do zabezpieczenia warstwy, użycia lub innych. Przemysł produkuje gotowe płyty z już naklejoną warstwą. Eluentami są zazwyczaj mieszaniny org. roztwory, roztwory wodne, środki kompleksujące itp. W zależności od wyboru metody chromatograficznej układy (skład fazy ruchomej i stacjonarnej) w procesie separacji materii. procesy mogą odgrywać rolę. W praktyce często wdraża się kilka jednocześnie. mechanizmy separacji.

W zależności od położenia płytki i kierunku przepływu eluentu rozróżnia się TLC wstępującą, opadającą i poziomą. Ze względu na technikę działania wyróżnia się analizę czołową (gdy analizowana mieszanina pełni rolę fazy ruchomej) oraz powszechnie stosowaną wersję elucyjną. „Kołowa” TLC (kiedy analizowany roztwór i roztwór są kolejno podawane na środek płytki) i „antykolista” TLC (kiedy analizowany roztwór nanosi się po okręgu, a eluent przemieszcza się z obrzeża do środka płytki) płytka), TLC under (przy przepuszczaniu rozpuszczalnika under przez warstwę pokrytą szczelnie sprasowaną), a także TLC w warunkach gradientu temperatury, składu itp. W tzw. dwuwymiarowa chromatografia TLC proces przebiega sekwencyjnie w dwóch wzajemnie prostopadłych kierunkach z różnymi. eluentów, co zwiększa skuteczność separacji. W tym samym celu stosuje się wielokrotne elucje w jednym kierunku.

W wersji elucyjnej na warstwę nanosi się krople (obj. 1-5 µl) analizowanego roztworu i brzeg płytki zanurza się w eluencie, który znajduje się na dnie hermetycznie zamkniętej szklanej komory. Eluent przemieszcza się wzdłuż warstwy pod działaniem sił kapilarnych i grawitacyjnych; analizowana mieszanina porusza się w tym samym kierunku. W wyniku wielokrotnych powtórzeń i zgodnie ze współczynnikiem. rozkłady w wybranym są wydzielone i rozmieszczone na płycie w wydzielonych strefach.

Po zakończeniu procesu płytkę wyjmuje się z komory, suszy i wykrywa wydzielone strefy według własnego uznania. malowaniu lub po spryskaniu ich roztworami tworzącymi kolorowe lub fluorescencyjne plamyze składnikami rozdzielanej mieszaniny. Substancje radioaktywne wykrywa się autoradiograficznie (poprzez naświetlanie nałożonej na nie płytki). Także używany. i aktywne metody wykrywania. Powstały obraz rozkładu chromatograficznego strefy tzw chromatogram (patrz rysunek).

Chromatogram uzyskany poprzez rozdzielenie mieszaniny trzech składników metodą cienkowarstwową.

Pozycja chromatograficzna strefy na chromatogramie charakteryzują się wartością R f - stosunek drogi l i, jaką przebył środek strefy i-tego składnika od linii startu do drogi l, którą przebył eluent: R f = l i /l ; R f 1. Wartość R f zależy od współczynnika. rozkład () i stosunek objętości fazy ruchomej i stacjonarnej.

Na rozdział w TLC wpływa wiele czynników – skład i właściwości eluentu, charakter, temperatura, wielkość i grubość warstwy oraz wymiary komory. Dlatego, aby uzyskać powtarzalne wyniki, należy dokładnie ujednolicić warunki eksperymentu. Spełnienie tego wymagania pozwala na ustawienie R f względnie. odchylenie standardowe 0,03. W warunkach standardowych R f jest stałe dla danego elementu i jest stosowane dla tego drugiego.

Ilość składnika w chromatografii Strefę wyznacza się bezpośrednio na warstwie poprzez powierzchnię strefy (zwykle jej średnica waha się od 3 do 10 mm) lub intensywność jej koloru (). Używają również automatu. przyrządy skanujące mierzące absorpcję, transmisję lub odbicie światła lub chromatografię. strefy Wydzielone strefy można zeskrobać z płytki wraz z warstwą, składnik ekstrahować do roztworu, a roztwór poddać analizie odpowiednią metodą (luminescencja, absorpcja atomowa, fluorescencja atomowa, analiza radiometryczna itp.). Błąd w kwantyfikacji wynosi zwykle 5-10%; limity wykrywalności dla substancji w strefach -10 -3 -10 -2 μg (przy użyciu pochodnych barwnych) i 10 -10 -10 -9 μg (przy użyciu ).

Zalety TLC: prostota, opłacalność, dostępność sprzętu, szybkość (czas separacji 10-100 min), wysoka produktywność i skuteczność separacji, przejrzystość wyników separacji, łatwość detekcji chromatograficznej. strefy

TLC stosuje się do rozdzielania i analizy zarówno substancji organicznych, jak i nieorganicznych. in-in: prawie wszystkie pliki spoza organizacji.

Chromatografia we współczesnej chemii

Jednym z ważnych zadań współczesnej chemii jest rzetelna i dokładna analiza substancji organicznych, często o podobnej strukturze i właściwościach. Bez tego niemożliwe jest prowadzenie badań chemicznych, biochemicznych i medycznych; środowiskowe metody analiz środowiskowych, badań kryminalistycznych, a także przemysł chemiczny, naftowy, gazowy, spożywczy, medyczny i wiele innych sektorów gospodarki narodowej opierają się w dużej mierze na Ten.

Jedną z najbardziej czułych metod jest analiza chromatograficzna, zaproponowana po raz pierwszy przez rosyjskiego naukowca M.S. Tsveta na początku XX wieku. a pod koniec stulecia stał się potężnym narzędziem, bez którego nie mogliby już obejść się ani syntetycy, ani chemicy pracujący w innych dziedzinach.

Rozdzielanie kolorów przeprowadzono w kolumnie pokazanej na ryc. 1. Mieszanka substancji A, B i C – naturalne pigmenty początkowo znajdujące się w strefie mi,– dzieli się poprzez dodanie odpowiedniego rozpuszczalnika D (eluent) do oddzielnych stref.

Wydaje się, że jak zawsze wszystko zaczęło się od najprostszej rzeczy, jaką może zrobić uczeń. W poprzednich latach uczniowie, w tym autor tego artykułu, pisali atramentem. A jeśli bibuła spadła na plamę atramentu, wówczas można było zauważyć, że roztwór atramentu został na niej podzielony na kilka „frontów”. Chromatografia opiera się na rozkładzie jednej z kilku substancji między dwiema, jak to się mówi, fazami (na przykład między ciałem stałym a gazem, między dwiema cieczami itp.), Przy czym jedna z faz stale się porusza, to znaczy jest mobilny.

Oznacza to, że taka faza, np. gaz lub ciecz, stale przesuwa się do przodu, zaburzając równowagę. Co więcej, im lepiej dana substancja jest sorbowana (wchłaniana) lub rozpuszczana w fazie stacjonarnej, tym mniejsza jest prędkość jej ruchu i odwrotnie, im mniej związek jest sorbowany, czyli ma mniejsze powinowactwo do fazy stacjonarnej, tym większa prędkość ruchu. W rezultacie, jak pokazano na ryc. 2, jeśli na początku mamy mieszaninę związków, to stopniowo wszystkie, wypychane przez fazę ruchomą, z różnymi prędkościami zbliżają się do „finału” i ostatecznie rozdzielają.

Ryż. 2. Podstawowa zasada rozdziału chromatograficznego: NF to warstwa fazy stacjonarnej pokrywająca wewnętrzną powierzchnię kapilary T, przez którą przepływa faza ruchoma (MP). Składnik A 1 rozdzielanej mieszaniny ma duże powinowactwo do fazy ruchomej, a składnik A 2 do fazy stacjonarnej. A „1 i A” 2 – pozycje stref tych samych składników po czasie, w którym nastąpił rozdział chromatograficzny w kierunku wskazanym strzałką

W praktyce próbkę mieszaniny substancji wprowadza się np. strzykawką do warstwy fazy stacjonarnej, a następnie poszczególne związki zawarte w mieszaninie wraz z fazą ruchomą (eluentem) przemieszczają się wzdłuż tej warstwy , napędzany przez tę fazę. Prędkość ruchu zależy od wielkości oddziaływania (powinowactwa) składników w fazie stacjonarnej i ruchomej, w wyniku czego osiąga się separację składników.

Po oddzieleniu wszystkie składniki muszą zostać zidentyfikowane i określone ilościowo. To jest ogólny schemat chromatografii.

Warto zaznaczyć, że ta nowoczesna metoda pozwala w ciągu kilku minut określić zawartość w mieszaninie dziesiątek i setek różnych związków, nawet w znikomych, „śladowych” ilościach rzędu ~10–8%.

Przyjrzyjmy się bliżej chromatograficznej metodzie analizy. Układy chromatograficzne można podzielić według następujących zasad:

– stan skupienia fazy ruchomej i stacjonarnej;
– charakterystyki geometryczne układu;
– mechanizm oddziaływania rozdzielanej substancji z fazami.

Jako fazę ruchomą stosuje się gaz lub ciecz. Jako fazy stacjonarne lub stacjonarne stosuje się ciała stałe lub ciecze.

Ze względu na układ faz układy chromatograficzne dzieli się na dwie grupy: planarne i kolumnowe.

Te ostatnie z kolei dzielą się na:

– zapakowane, wypełnione ziarnistym materiałem stałym (małe kulki), służące albo jako medium separacyjne, albo służące jako nośnik stacjonarnej fazy ciekłej;
– kapilara, której wewnętrzne ścianki pokryte są warstwą cieczy stacjonarnej lub warstwą stałego adsorbentu (absorbera).

Oddziaływanie pomiędzy rozdzielaną substancją a fazami układu chromatograficznego może zachodzić albo na powierzchni fazy, albo w masie. W pierwszym przypadku nazywa się chromatografią adsorpcja, w sekundę - dystrybucja.

Mechanizmy rozdziału molekularnego w układach chromatograficznych sprowadzają się najczęściej do:

– faza stacjonarna fizycznie absorbuje (sorbuje) oddzielane substancje;
– faza stacjonarna oddziałuje chemicznie z oddzielanymi substancjami;
– faza stacjonarna rozpuszcza substancje wydzielane z roztworu w niemieszającym się rozpuszczalniku;
– faza stacjonarna ma porowatą strukturę, co utrudnia dyfuzję cząsteczek substancji rozdzielanych w tej fazie.

Chromatografia, która rozpoczęła się od domowych urządzeń, takich jak pasek papieru zanurzony w rozpuszczalniku, jest obecnie reprezentowana przez bardzo złożone systemy instrumentalne oparte na nowoczesnych zasadach precyzji i wyposażone w oprogramowanie komputerowe. Dość powiedzieć, że jedna z najlepszych firm komputerowych, Hewlett-Packard, produkuje także nowoczesne chromatografy.

Schemat procesu chromatografii jest zasadniczo bardzo prosty i pokazano na ryc. 3. Następnie, mniej więcej w tej kolejności, rozważona zostanie zasada działania chromatografu.

Główne rodzaje chromatografii

Główne rodzaje chromatografii obejmują adsorpcję, wymianę jonową, chromatografię cieczową, papierową, cienkowarstwową, filtrację żelową i chromatografię powinowactwa.

Chromatografia adsorpcyjna. W tym przypadku separacja substancji odbywa się w wyniku selektywnej (selektywnej) adsorpcji substancji na fazie stacjonarnej. Taka selektywna adsorpcja wynika z powinowactwa konkretnego związku do stałego adsorbentu (fazy stacjonarnej), a to z kolei jest uwarunkowane polarnymi oddziaływaniami ich cząsteczek. Dlatego też chromatografia tego typu jest często stosowana w analizie związków, których właściwości są zdeterminowane liczbą i rodzajem grup polarnych. Chromatografia adsorpcyjna obejmuje chromatografię jonowymienną, cieczową, papierową, cienkowarstwową i gazową. Chromatografię adsorpcji gazu opisano bardziej szczegółowo w części „Analiza eluentu”.

Chromatografia jonowymienna.Żywice jonowymienne stosuje się jako fazę stacjonarną (rys. 4), zarówno w kolumnach, jak i w postaci cienkiej warstwy na płycie lub papierze. Rozdzielania dokonuje się najczęściej w środowisku wodnym, dlatego metodę tę stosuje się głównie w chemii nieorganicznej, choć stosuje się także rozpuszczalniki mieszane. Siłą napędową separacji jest w tym przypadku różne powinowactwo wydzielonych jonów z roztworu do centrów jonowymiennych o przeciwnej polaryzacji w fazie stacjonarnej.

Chromatografia cieczowa. W tym przypadku fazą stacjonarną jest ciecz. Najczęstszym przypadkiem jest wersja adsorpcyjna chromatografii cieczowej. Przykład rozdziału pigmentów naturalnych pokazano na ryc. 5.

Ryż. 5. Chromatograficzna separacja barwników naturalnych (flawonów i izoflawonów)

Chromatografia papierowa. Jako fazę stacjonarną stosuje się paski lub arkusze papieru (rys. 6). Separacja następuje poprzez mechanizm adsorpcyjny i czasami odbywa się w dwóch prostopadłych kierunkach.

Chromatografia cienkowarstwowa to dowolny układ, w którym fazą stacjonarną jest cienka warstwa, a konkretnie warstwa tlenku glinu (o grubości 2 mm) w postaci pasty, nałożona na płytkę szklaną. Przykład takiego układu i wyniki separacji pokazano na rys. 7.

Filtracja żelowa lub sito molekularne, chromatografia. Zasada separacji w takich systemach jest nieco inna niż w poprzednich przypadkach. Fazą stacjonarną są materiały, najczęściej żele, o ściśle kontrolowanej porowatości, w wyniku czego niektóre składniki mieszaniny, zgodnie z wielkością i kształtem cząsteczek, mogą przenikać pomiędzy cząsteczkami żelu, a inne nie. Ten typ chromatografii jest najczęściej stosowany do rozdzielania związków o dużej masie cząsteczkowej. Jedną z możliwości wykorzystania tej metody jest wyznaczenie mas cząsteczkowych rozdzielonych substancji, które często są niezbędne do badań chemicznych (ryc. 8).

Chromatografii powinowactwa. Ten rodzaj chromatografii opiera się na oddziaływaniu substancji z jednej strony zdolnej do reakcji z wyodrębnionym związkiem, z drugiej zaś związanej ze stałym nośnikiem fazy stacjonarnej. Taka substancja ma powinowactwo do izolowanego związku i nazywana jest ligandem powinowactwa.

Metodę tę najczęściej wykorzystuje się w analizie biochemicznej. Na przykład, gdy antygeny biologiczne zawierające białka przechodzą przez celulozę aktywowaną bromkiem cyjanu, następuje ich specyficzna retencja, jak pokazano na Schemacie 1.

W innym sposobie, w celu przyłączenia białek do grupy hydroksylowej celulozy, tę ostatnią traktuje się najpierw 2-amino-4,6-dichloro- Sim-triazyna, a następnie produkt ich oddziaływania reaguje z grupą aminową białka według schematu 2:

Oczywiście liczba metod chromatograficznych nie ogranicza się do wymienionych powyżej. Chromatografię często łączy się z innymi metodami fizykochemicznymi, takimi jak spektrometria mas, jednak ten artykuł ma na celu wprowadzenie czytelnika jedynie w ogólne zasady chromatografii. Dlatego następnie rozważymy przetwarzanie wyników chromatografii.

Metody opracowywania chromatogramów

Manifestacja to proces przenoszenia oddzielonych substancji przez fazę ruchomą. Rozwój można przeprowadzić na trzy główne sposoby: analizę czołową, przemieszczenie i elucję. Najpowszechniej stosowaną metodą jest elucja.

Analiza czołowa. Jest to najprostszy przypadek, ponieważ tutaj próbka służy jako faza ruchoma. Jest on stale dodawany do systemu, dlatego potrzebne są duże objętości próbek. Wyniki pokazano na ryc. 9.

Tworzenie się kilku stref wynika z różnego powinowactwa różnych składników fazy stacjonarnej. Krawędź natarcia nazywa się frontem i stąd nazwa. Pierwsza strefa zawiera tylko najmniej zatrzymaną substancję A, która porusza się najszybciej. Druga strefa zawiera substancje A i B. Trzecia strefa to mieszanina substancji A, B i C. W analizie czołowej otrzymuje się jedynie składnik A w postaci płynnej.

Analiza przemieszczeń. W tym przypadku faza ruchoma ma większe powinowactwo do fazy stacjonarnej niż oddzielana substancja. Do fazy stacjonarnej wstrzykuje się małą próbkę. Jednak ze względu na wysokie powinowactwo faza ruchoma wypiera i przepycha się przez wszystkie składniki. Wypiera ona najsilniej zaadsorbowany składnik B, co z kolei wypiera substancję B, która wypiera najsłabiej zaadsorbowany składnik A. W odróżnieniu od analizy czołowej, przy pomocy tej metody możliwe jest otrzymanie wszystkich głównych składników w postaci indywidualnej (płynnej).

Analiza eluentu. Faza ruchoma służąca do przemieszczania substancji rozpuszczonej przepuszczana jest przez układ chromatograficzny. Rozdzielenie następuje na skutek różnego powinowactwa składników mieszaniny do fazy stacjonarnej, a co za tym idzie, na skutek różnej szybkości ich ruchu. Do układu chromatograficznego wprowadza się niewielką objętość próbki. W rezultacie strefy ze składnikami będą stopniowo tworzyć oddzielne obszary oddzielone czystym eluentem. Ze względu na wysoką skuteczność separacji metoda ta stała się najpowszechniej stosowaną i w dużej mierze zastąpiła inne opcje separacji. Dlatego następnie rozważymy teorię i konstrukcję sprzętu tej metody.

Trochę teorii. Często wygodnie jest myśleć o procesach chromatograficznych jako o serii procesów ekstrakcji, a substancje o bardzo podobnych właściwościach można rozdzielić, ponieważ podczas procesów chromatograficznych szybko i jednocześnie zachodzą setki, a nawet tysiące cykli ekstrakcji.

Do oceny efektywności procesów chromatograficznych w oparciu o teoretyczną koncepcję destylacji (przez analogię do rozdziału oleju w kolumnach destylacyjnych, gdzie półka teoretyczna odpowiada części kolumny destylacyjnej, w której para i ciecz znajdują się w równowadze), pojęcie „wysokość odpowiadająca płycie teoretycznej”(VETT). Kolumnę chromatograficzną traktuje się zatem jako zbiór hipotetycznych warstw (płytek). Przez HETT rozumiemy zazwyczaj grubość warstwy, która jest niezbędna, aby mieszanina pochodząca z warstwy poprzedniej znalazła się w równowadze ze średnim stężeniem substancji w fazie ruchomej tej warstwy. Można to opisać następującym wzorem:

BETT= L/N,

Gdzie L– długość kolumny, N– liczba płyt teoretycznych.

HETT jest sumaryczną charakterystyką rozdziału substancji. Jednakże oddzielenie składników mieszaniny jest ważne, ale niewystarczające. Należy zidentyfikować każdy składnik i określić jego ilość w próbce. Odbywa się to zwykle poprzez obróbkę chromatogramów – zależność natężenia sygnału, proporcjonalnego do stężenia substancji, od czasu separacji. Niektóre przykłady chromatogramów pokazano na ryc. 10, 11.

Czas od momentu wprowadzenia próbki do kolumny do momentu zarejestrowania maksimum piku nazywa się czasem czas retencji (tr). W optymalnych warunkach nie zależy ona od ilości wprowadzonej próbki, lecz biorąc pod uwagę parametry geometryczne kolumny, jest wyznaczana przez strukturę konkretnego związku, czyli jest cechą jakościową składników. Ilościową zawartość składnika charakteryzuje wielkość piku, a raczej jego powierzchnia. Liczyć obszar szczytowy zwykle wykonywane automatycznie przy użyciu instrumentu integrującego, który rejestruje zarówno czas retencji, jak i powierzchnię piku. Nowoczesne urządzenia pozwalają na natychmiastowe otrzymanie wydruku komputerowego wskazującego zawartość wszystkich składników rozdzielanej mieszaniny.

Praca chromatografu. Schemat instalacji najprostszego chromatografu gazowego pokazano na ryc. 12. Składa się z butli gazowej zawierającej ruchomą fazę obojętną (gaz nośny), najczęściej hel, azot, argon itp. Za pomocą reduktora obniżającego ciśnienie gazu do wymaganego poziomu, gaz nośny trafia do kolumny, która jest rurka wypełniona sorbentem lub innym materiałem chromatograficznym pełniącym rolę fazy stacjonarnej.

Ryż. 12. Schemat działania chromatografu gazowego:
1 – butla wysokociśnieniowa z gazem nośnym; 2 – stabilizator przepływu; 3 i 3" – manometry; 4 – kolumna chromatograficzna; 5 – urządzenie do nastrzyku próbki; 6 – termostat; 7 – detektor; 8 – rejestrator; 9 – przepływomierz

Kolumna chromatograficzna jest „sercem” chromatografu, ponieważ to w niej następuje rozdział mieszanin. Głośniki są najczęściej wykonane ze szkła; Istnieją kolumny stalowe, teflonowe i kapilarne. Urządzenie do wprowadzania próbki instaluje się w pobliżu wlotu gazu do kolumny. Najczęściej próbkę podaje się za pomocą strzykawki, przekłuwając gumową membranę. Analizowana mieszanina jest rozdzielana w kolumnie i trafia do detektora – urządzenia, które przekształca wyniki separacji do postaci wygodnej do rejestracji.

Jednym z najczęściej stosowanych detektorów jest katharometr, którego zasada działania opiera się na pomiarze pojemności cieplnej różnych ciał.

Na ryc. Rysunek 13 przedstawia schemat katharometru. W cylindrycznej wnęce umieszczona jest metalowa spirala (nić oporowa), która nagrzewa się w wyniku przepływu przez nią stałego prądu elektrycznego. Gdy gaz nośny przepływa przez nią ze stałą prędkością, temperatura spirali pozostaje stała. Jeśli jednak w momencie pojawienia się substancji wymywającej zmieni się skład gazu, wówczas zmieni się temperatura spirali, co będzie rejestrowane przez urządzenie.

Innym powszechnym detektorem jest detektor płomieniowo-jonizacyjny, którego schemat pokazano na ryc. 14. Jest znacznie bardziej czuły niż katharometr, ale wymaga dostarczenia nie tylko gazu nośnego, ale także wodoru. Gaz nośny opuszczający kolumnę zawierającą eluent miesza się z wodorem i przechodzi do dyszy palnika detektora. Płomień jonizuje cząsteczki eluentu, w wyniku czego zmniejsza się opór elektryczny pomiędzy elektrodami i wzrasta prąd.

W chromatografii cieczowej wykorzystuje się detektory spektrofotometryczne (w zakresie światła widzialnego, UV i IR), a także detektory refraktometryczne oparte na pomiarze współczynników załamania światła roztworów.

Są to, ogólnie rzecz biorąc, podstawy analizy chromatograficznej. Oczywiście w artykule podano jedynie ogólne zasady chromatografii i często są one po prostu wskazane. W rzeczywistości „kuchnia” tej metody jest dość duża i złożona. Głównym celem tego artykułu, zdaniem autora, jest zwrócenie uwagi młodych czytelników na tę potężną metodę.

Osoby chcące bliżej zapoznać się z tym obszarem mogą zapoznać się z poniższą literaturą.

Literatura

Żukhovitsky A.A., Turkeltaub N.M. Chromatografia gazowa. M.: Gostoptekhizdat, 1962, 240 s.;
Sakodinsky K.I., Kiselev A.V., Iogansen A.V. i inne Fizykochemiczne zastosowanie chromatografii gazowej. M.: Chemia, 1973,
254 s.;
Chromatografia kolumnowa cieczowa. W 3 tomach wyd. Z. Deila, K. Macieka, J. Janaka. M.: Mir, 1972;
Berezkin V.G., Alishoev V.R., Nemirovskaya I.B.. Chromatografia gazowa w chemii polimerów. M.: Nauka, 1972, 287 s.;
Morozow A.A. Chromatografia w analizie nieorganicznej. M.: Wyżej. szkoła, 1972, 233 s.;
Berezkin V.G., Bochkov A.S.. Ilościowa chromatografia cienkowarstwowa. M.: Nauka, 1980, 183 s.;
Podręcznik laboratoryjny technik chromatograficznych i pokrewnych. W 2 tomach wyd. O. Mikesh. M.: Mir, 1982, t. 1–2, 783 s.;
Analiza chromatograficzna środowiska. wyd. R. Groba. M.: Mir, 1979, 606 s.;
Kirchner Yu. Chromatografia cienkowarstwowa. W 2 tomach M.: Mir, 1981, t. 1, 615 s., t. 2, 523 s.;
Chromatografia ekstrakcyjna. wyd. T. Browna, G. Guersiniego. M.: Mir, 1978, 627 s.

V.V.Safonow,
profesor moskiewski
tekstylia państwowe
Akademia nazwana na cześć A.N. Kosygina

-> Dodaj materiały do ​​serwisu -> Chemia analityczna -> Zołotow Yu.A. -> „Podstawy chemii analitycznej, tom 2” ->

Podstawy chemii analitycznej, tom 2 - Zołotow Yu.A.

Zołotow Yu.A., Dorokhova B.N., Fadeeva V.I. Podstawy Chemii Analitycznej Tom 2 - M.: Szkoła Wyższa, 1996. - 461 s.
ISBN 5-06-002716-3
Pobierać(link bezpośredni) : osnovianalhimt21996.djvu Poprzedni 1 .. 164 > .. >> Dalej
Stepanov A.B., Korchemnaya E.K. Metoda elektromigracji w analizie nieorganicznej. - M.: Chemia, 1979.
Hwang S, Kammermeier K. Procesy separacji membranowej. - M.: Chemia, 1981.
rozdział 8
Aivaeov B.V. Podstawy chromatografii gazowej. - M.: Szkoła wyższa, 1977. Belyavskaya T.A., Bolshova T.A., Brykina G.D. Chromatografia substancji nieorganicznych. - M.: Szkoła Wyższa, 1986.
447
Berezkin V.G., Bochkov A.S. Ilościowa chromatografia cienkowarstwowa.
- M.: Nauka, 1980.
Analiza ilościowa metodami chromatograficznymi / wyd. E.Katz.
- M.: Mir, 1990.
Perry S, Amos R, Brewer P. Praktyczny przewodnik po chromatografii cieczowej. - M.: Mir, 1974.
Styskin E.L., Itikson L.B., Braude E.V. Praktyczna wysokosprawna chromatografia cieczowa. - M.: Chemia, 1986.
Shatz V.D., Sakhartova O.V. Wysokosprawna chromatografia cieczowa. - Ryga: Zinatne, 1988.
Shpigun O.A., Zołotow Yu.A. Chromatografia jonowa i jej zastosowanie w analizie wody. - M .: Wydawnictwo Moskiewskiego Uniwersytetu Państwowego, 1990.
Engelhardt T.H. Chromatografia cieczowa pod wysokim ciśnieniem. - M.: Mir, 1980.
Rozdział 9
Dyatlova N.M., Temkina V.Ya., Popov K.I. Kompleksony i kompleksoniany metali. - M.: Chemia, 1988.
Wskaźniki/wyd. P. Biskup. T. i 2., - M.: Mir, 1976.
Przybil R. Analityczne zastosowania kwasu etylenodiaminotetraoctowego i związków pokrewnych. - M.: Mir, 1975.
Metody miareczkowe do analizy roztworów niewodnych/Wyd. V.D. Bezbrzydko. - M.: Chemia, 1986.
Ashworth M.R.F. Metody miareczkowe analizy związków organicznych. Metody miareczkowania bezpośredniego. - M.: Chemia, 1968.
Rozdział 10
Bond rano Metody polarograficzne w chemii analitycznej. - M.: Chemia, 1983.
Koryta I. Jony, elektrody, membrany. - M.: Mir, 1983.
Mayranovsky S.G., Stradyn Ya.P., Bezuglyi V.P. Polarografia w chemii organicznej. - M.: Chemia, 1975.
Nikolsky B.P., Materova E.A. Elektrody jonoselektywne. - L.: Chemia, 1980.
Plambeck J. Elektrochemiczne metody analizy. Podstawowa teoria i zastosowanie. - M.: Mir, 1985.
Przewodnik informacyjny dotyczący stosowania elektrod jonoselektywnych. - M.: Mir, 1986. 448
Rozdział 11
Benwell K. Podstawy spektroskopii molekularnej. - M.: Mir, 1985. Britske M.E. Analiza spektrochemiczna absorpcji atomowej. - M.: Chemia, 1982.
Vilkov L.V., Pentin Yu.A. Fizyczne metody badań w chemii. Metody rezonansowe i elektrooptyczne. - M.: Szkoła Wyższa, 1989.
Vilkov L.V., Pentin Yu.A. Fizyczne metody badań w chemii. Metody strukturalne i spektroskopia optyczna. - M.: Szkoła Wyższa, 1987.
Demtroeder V. Spektroskopia laserowa. - M.: Nauka, 1985.
Zaydel A.N. Analiza fluorescencji atomowej. Fizyczne podstawy metody.
- M.: Nauka, 1980.
Ionin B.I., Ershov B.A., Koltsov A.I. Spektroskopia NMR w chemii organicznej. - L.: Chemia, 1983.
Kuznetsova L.A., Kuzmenko N.E., Kuzyakov Yu.Ya., Plastinin Yu.A. Prawdopodobieństwa przejść optycznych cząsteczek dwuatomowych. - M.: Nauka, 1980.
Kuzyakov Yu.Ya., Semenenko K.A., Zorov N.B. Metody analizy spektralnej.
- M .: Wydawnictwo Moskiewskiego Uniwersytetu Państwowego, 1990.
Peshkova V.M., Gromova M.I. Metody spektroskopii absorpcyjnej w chemii analitycznej. - M.: Szkoła Wyższa, 1976.
Cena V. Analityczna atomowa spektroskopia absorpcyjna. - M.: Mir, 1976.
Ultraczuła spektroskopia laserowa/wyd. D. Kligera.
- M.: Mir, 1986.

Terek T., Mika J., Gegush E. Analiza widmowa emisji. T. 1 i 2.
- M.: Mir, 1982.
Thompson M., Walsh D.N. Przewodnik po analizie spektrometrii plazmy sprzężonej indukcyjnie. - M.: Nedra, 1988.
Chudinov E.G. Analiza emisji atomowej za pomocą plazmy indukcyjnej.//Itogi Nauki i Tekhniki. - M.: VINITI. 1990.
Rozdział 12
Polyakova A.A. Molekularna analiza widm masowych związków organicznych. - M.: Chemia, 1983.
Spektroskopowe metody oznaczania pierwiastków śladowych / wyd. J. Winefordnera. - M.: Mir, 1979.
Sysoev A.A., Chupakhin M.S. Wprowadzenie do spektrometrii mas. - M.: Atom-izdat, 1977.
449
Rozdział 13
Kuzniecow R.A. Analiza aktywacji. - M.: Atomizdat, 1974. Nowe metody chemii radioanalitycznej / wyd. G.N. Bilimowicz i M. Kirsha. - M.: Energia, 1982.
Rozdział 14
Pavlova SA, Zhuravleva I.V., Tolchinsky Yu.I. Analiza termiczna związków organicznych i wielkocząsteczkowych. - M.: Chemia, 1983.
Topor N.D., Ogorodova L.P., Melchakova L.V. Analiza termiczna minerałów i związków nieorganicznych. - M .: Wydawnictwo Moskiewskiego Uniwersytetu Państwowego, 1987.
Wendlandt U. Termiczne metody analizy. - M.: Mir, 1978.
Szestak Ya Teoria analizy termicznej. Właściwości fizykochemiczne stałych substancji nieorganicznych. - M.: Mir, 1987.
Rozdział 15
Barker F. Komputery w chemii analitycznej. - M.: Mir, 1987.
Johnson K.D. Metody numeryczne w chemii. - M.: Mir, 1983.
Jure P., Eienauer T. Rozpoznawanie wzorców w chemii: - M.: Mir, 1977.
Metody matematyczne i komputery w chemii analitycznej/Wyd. LA. Gribova. - M.: Nauka, 1989.
Naucz G. Komputery osobiste dla naukowców. - M.: Mir, 1990.
Forsyth D., Malcolm M., Mowler K. Maszynowe metody obliczeń matematycznych. - M.: Mir, 1980.