DVSMU
Üld-, füüsika- ja kolloidkeemia osakond
Essee
Õhukese kihi kromatograafia. Taotlus apteegis
Lõpetanud: 201-F rühma õpilane
Danilov D. I.
Kontrollis: Nemov V. A.
Habarovsk, 2005
PLAAN:
Sissejuhatus
TLC füüsikalis-keemilised alused
Jaotuskromatograafia paberil
Õhukese kihi kromatograafia põhitõed
- sorbendid
- lahustid
- plaadi ettevalmistamine
- testlahenduste rakendamise tehnika
Kromatograafia
Plaatide kuivatamine.
Eraldatud ainete identifitseerimine
TLC meetodi rakendamine farmaatsias
- Triterpeensaponiinide kvantitatiivne määramine HPTLC abil skaneeriva densitomeetria abil
- Mõnede perekonna Chin (Lathyrus.) liikide proovide lipiidide ja flavonoidide koostise uurimine.
Järeldus
Kirjandus
Sissejuhatus
Õhukese kihi kromatograafia (TLC, TLC) on üks enim kasutatavaid kromatograafilise analüüsi meetodeid, kuid kõige vähem populaarne.
Hoolimata märkimisväärsetest puudustest, mis eksisteerisid kuni viimase ajani, kasutatakse seda laialdaselt segude kvalitatiivseks analüüsiks, seda peamiselt selle madala hinna ja tulemuste saamise kiiruse tõttu. Õhukesekihikromatograafia (TLC) töötati algselt välja lipiidide eraldamiseks. Kuigi paberkromatograafia on kiirem kui kolonnkromatograafia, on selle puuduseks see, et paberit saab valmistada ainult tselluloosipõhistest materjalidest, mistõttu see ei sobi mittepolaarsete ainete eraldamiseks. Õhukesekihikromatograafia säilitab kõik paberkromatograafia eelised, kuid võimaldab kasutada mis tahes materjali, mida saab peeneks jahvatada ja seejärel moodustada homogeense kihi. Need võivad olla anorgaanilised ained nagu silikageel, alumiiniumoksiid, kobediatomiit ja magneesiumsilikaat, aga ka orgaanilised ained nagu tselluloos, polüamiidid ja polüetüleenipulber.
Õhukese kihi kromatograafia füüsikalis-keemilised alused.
Õhekihikromatograafia aluseks on adsorptsioonimeetod, kuigi kasutatakse ka jaotuskromatograafiat.
Adsorptsioonimeetod põhineb statsionaarses faasis eraldatud komponentide sorptsiooni-desorptsiooni astme erinevusel. Adsorptsioon toimub tänu van der Walsi jõududele, mis on füüsikalise adsorptsiooni, polümolekulaarse (adsorbendi pinnale mitme adsorbaadi kihi moodustumine) ja kemisorptsiooni (adsorbendi ja adsorbaadi keemiline interaktsioon) tõttu.
Tõhusad sorptsiooni-desorptsiooni protsessid nõuavad suurt ala, mis seab adsorbendile teatud nõudmised. Suure faaside eralduspinnaga saavutatakse segukomponentide faaside vahel kiiresti tasakaal ja toimub tõhus eraldumine.
Teine õhukese kihi kromatograafia meetod on jaotusvedelikkromatograafia.
Jaotuskromatograafias on mõlemad faasid – liikuvad ja statsionaarsed – vedelikud, mis omavahel ei segune. Ainete eraldamine põhineb nende jaotuskoefitsientide erinevusel nende faaside vahel.
Esimest korda kuulutas õhukese kihi kromatograafia meetod end "paberi õhukese kihi kromatograafiaks", mis põhines komponentide eraldamise jaotusmeetodil.
Jaotuskromatograafia paberil.
Kuna selle meetodi puhul kasutatud kromatograafiline paber (spetsiaalne filterpaber) sisaldab poorides vett (20-22%), kasutatakse teise faasina orgaanilisi lahusteid.
Kromatograafia kasutamisel paberil on mitmeid olulisi puudusi: eraldusprotsessi sõltuvus paberi koostisest ja omadustest, veesisalduse muutumine paberi poorides hoiutingimuste muutumisel, väga madal kromatograafia kiirus ( kuni mitu päeva) ja tulemuste madal reprodutseeritavus. Need puudused mõjutavad tõsiselt paberkromatograafia kui kromatograafilise meetodi levikut.
Seetõttu võib kromatograafia ilmumist õhukeses sorbendikihis - õhukese kihi kromatograafia - pidada loomulikuks.
Õhukese kihi kromatograafia alused.
TLC meetodi puhul toimub ainete kromatograafia õhukeses sorbendikihis, mis on ladestunud tahkele tasasele substraadile. Selle meetodi puhul põhineb eraldamine peamiselt sorptsioonil-desorptsioonil.
Erinevate sorbentide kasutamine on võimaldanud seda meetodit oluliselt laiendada ja täiustada.
Meetodi alguses tuli plaadid valmistada iseseisvalt. Kuid tänapäeval kasutatakse peamiselt tehases valmistatud plaate, millel on üsna lai valik suurusi, kandjaid ja aluseid.
Kaasaegne kromatograafiline plaat on valmistatud klaasist, alumiiniumist või polümeerist (näiteks polütereftalaadist). Seoses sellega, et klaasist alus on muutumas vähem populaarseks (see puruneb sageli, plaati ei ole võimalik sorbendikihti kahjustamata mitmeks osaks jagada, see on kaalult raske), on enim kasutatud alumiiniumfooliumiga plaate. või polümeerid alustena.
Sorbendi kinnitamiseks kasutatakse kipsi, tärklist, ränidioksiidi jmt, mis hoiavad sorbendi terad aluspinnal. Kihi paksus võib olla erinev (100 või rohkem mikronit), kuid kõige olulisem kriteerium on see, et kiht peab olema kõikjal kromatograafilisel plaadil ühtlase paksusega.
Sorbendid
Kõige tavalisem sorbent on silikageel.
Silikageel on hüdraatunud ränihape, mis tekib mineraalhapete toimel naatriumsilikaadile ja saadud sooli kuivatamisel. Pärast sooli jahvatamist kasutatakse teatud tera suurusega fraktsiooni (märgitud plaadile, tavaliselt 5-20 mikronit).
Silikageel on polaarne sorbent, milles -OH rühmad toimivad aktiivsete tsentritena. See adsorbeerib kergesti vett pinnale ja moodustab vesiniksidemeid.
Alumiiniumoksiid. Alumiiniumoksiid on nõrgalt aluseline adsorbent ja seda kasutatakse peamiselt nõrgalt aluseliste ja neutraalsete ühendite eraldamiseks. Alumiiniumoksiidplaatide miinuseks on pinna kohustuslik aktiveerimine enne ahjus kasutamist kõrgel temperatuuril (100-150 0 C) ja kihi madal adsorptsioonivõime võrreldes silikageeliga.
Kobediatomiitmuld on adsorbent, mida saadakse looduslikest mineraalidest: kobediatomiit. Sorbendil on hüdrofiilsed omadused, kuid kihi adsorptsioonivõime on silikageeliga võrreldes väiksem.
Magneesiumsilikaat on vähem polaarne kui silikageel ja seda kasutatakse tavaliselt juhtudel, kui polaarsemad adsorbendid ei taga tõhusat eraldamist.
Tselluloos – tselluloosiga kaetud õhukesekihilised plaadid on keeruliste orgaaniliste molekulide eraldamisel väga tõhusad. Adsorbent koosneb peamiselt kuni 50 mikronise läbimõõduga tselluloosi helmestest, mis on kinnitatud tärklisega kandjale. Kuid nagu paberkromatograafias, toimub lahusti frondi tõus väga aeglaselt.
Ioonivahetuskromatograafilistel plaatidel kasutatakse adsorbendina kvaternaarset ammooniumi või ioonivahetuses osalevaid aktiivseid sulforühmi sisaldavaid ioonivahetusvaikusid. Õhekihikromatograafia seda tüüpi plaatidega viiakse läbi liikuvate faasidega, mis sisaldavad tugevaid happeid või leeliseid. Need plaadid on tõhusad suure molekulmassiga ja amfoteersete ühendite eraldamiseks.
Ülaltoodud sorbendid on kõige levinumad, kuid lisaks neile kasutatakse sorbentidena palju aineid. Need on talk, kaltsiumsulfaat, tärklis jne.
Samas saab ka juba mainitud sorbente modifitseerida, et anda neile uusi sorptsiooniomadusi (sorbentide immutamine reagentidega, näiteks AgNO 3, pöördfaasiga plaatide loomine). Just see võimalike faaside mitmekesisus minimaalsete kuludega võimaldab kasutada TLC-d suure hulga ainete kromatograafias.
Lahustid
Õhukesekihikromatograafias kasutatakse liikuva faasina kas puhtaid aineid (etüülatsetaat, benseen jne) või kindlas vahekorras ainete (süsteemide) segusid.
Mobiilse faasi (süsteemi) valimine toimub vastavalt järgmistele reeglitele:
· Vali süsteem, milles eraldatud komponendid on madala lahustuvusega (kui aine lahustuvus on kõrge, siis liiguvad ained koos esiosaga, kui lahustuvus on madal, jäävad nad algusesse). Jaotuskromatograafia või pöördfaaside kasutamisel peab ainete lahustuvus liikuvas faasis olema suurem kui statsionaarses faasis.
· Süsteemi koostis peab olema konstantne ja kergesti reprodutseeritav.
· Lahusti või süsteemi komponendid ei tohi olla mürgised ega puudulikud.
· Süsteem peab sarnase struktuuriga ained täielikult eraldama ja Rf-i erinevused peavad olema vähemalt 0,05.
· Süsteem ei tohiks eraldatud komponentides põhjustada keemilisi muutusi.
· Valitud süsteemis peavad analüütidel olema erinevad Rf väärtused ja need peavad olema jaotunud kogu kromatogrammi pikkuses. On soovitav, et Rf väärtused jääksid vahemikku 0,05-0,85.
· Süsteemi valikul tuleb arvestada ka eraldatavate ainete olemusega. Seega ei tohiks aluseliste omadustega ainete kromatograafial süsteemil olla happelisi omadusi ja vastupidi.
Plaatide valmistamine
Ostetud plaatide kasutamisel tuleb need esmalt kromatograafiaks ette valmistada. See on tingitud asjaolust, et plaadiadsorbendid imavad ladustamise ajal mitte ainult niiskust, vaid ka muid õhus sisalduvaid aineid. Kromatograafiaprotsessis ettevalmistamata plaatide kasutamisel tekib "mustuse" front, mis võib segada suure Rf-väärtusega ainete määramist ning mõned ained, näiteks vesi, võivad muuta liikuva faasi koostist, muutes seeläbi saadud Rf väärtused.
Plaatide eelvalmistamine seisneb plaatide laotamises puhta lahustiga kogu plaadi kõrgusele (metanool, benseen, dietüüleeter), millele järgneb plaadi kuivatamine ahjus temperatuuril 110-120 0C 0,5-1 tund. Nii saab korraga valmistada mitu plaati ja säilitada kuivas suletud kohas oma omadused mitu kuud.
Uuritavate lahenduste rakendamise tehnika.
Nagu selgub, ei ole uuritava aine pealekandmine nii keeruline toiming, kuid samas mõjutab see oluliselt saadud kromatograafia tulemusi.
Sageli uuritakse kas vedelaid analüüte või tahkete ainete lahuseid, ilma proovide eelneva ettevalmistamiseta.
Seetõttu on alati vaja meeles pidada mitmeid punkte, mis eraldumistulemusi tõsiselt mõjutavad.
Kõige olulisem on kasutatavate ainete kontsentratsioon. TLC puhul on tavaks kasutada lahuse kontsentratsioone umbes 1%. Kuid teisest küljest võimaldab meetodi tundlikkus määrata palju väiksema kontsentratsiooniga aineid.
Kui komponentide kogukontsentratsioon uuritavas aines on teadmata või kontsentratsioon on teada, kuid seda tüüpi ainet ei ole veel kromatografeeritud, tuleb kindlaks teha, kui palju uuritavast lahusest on kvaliteetse kromatograafia jaoks piisav. Selle kindlaksmääramiseks on mitu tehnikat.
Esiteks peate kromatograafiliste lahuste peale kandma mitu võrdse suurusega, kuid erineva kogustega (näiteks 1, 2, 5 μl) täppi ja pärast kromatograafiat uurima eraldunud täppide kuju ja suurust.
Seega on õige kontsentratsiooni korral eraldatud ainete kuju sama, mis stardijoonel rakendatud kuju. Kui eraldunud laigud on suuremad kui algustäpp, siis on rakendatud kontsentratsioon liiga kõrge. “Sabade” ilmumine ja eraldunud laikude ebakorrapärane kuju plaadil võib samuti viidata kõrgele kontsentratsioonile, kuid põhjuseks võib olla valesti valitud kromatograafiasüsteem või eraldatud komponentide keemiline koostoime.
Valides pealekantava aine koguse ja lahustisüsteemi, on ühel plaadil võimalik saavutada uuritavates ainetes kuni kümne komponendi täielik eraldumine. Proove on mugav kanda spetsiaalsele šabloonide ja soojendusega lauale. Plekid kantakse “stardijoonele” 1-2 cm kaugusel plaadi alumisest servast. See on vajalik selleks, et plaadi süsteemi allalaskmisel proovid selles ei lahustuks ja kogu pealekantud aine kromatografeeritakse.
Lahuste pealekandmine toimub kas mikrosüstlaga või gradueeritud kapillaaridega. Rakendatava koha suurus ei tohi ületada 4 mm. See on tingitud asjaolust, et suurema täpi suuruse korral toimub füüsiliste jõudude mõjul kuju muutus ja eraldatud komponentide piirid võivad kattuda.
Katseainete plaatidele kandmisega ei tohiks kaasneda sorbendi hävimine (mis mõjutab suuresti eraldumise kvaliteeti), seetõttu tuleks tilk kanda nõela või kapillaari puudutades sorbendikihile, mitte vajutades. Saadud laigu suurust ei mõjuta mitte ainult peale kantud lahuse kogus, vaid ka lahusti polaarsus ja keemistemperatuur. Seega, kui kasutate sama ainet erinevates lahustites, on saadud plekk, milles lahustina kasutati metanooli, suurem kui kloroformilahuse plekk. seevastu substraadi kuumutamisel on lahustite aurumine intensiivsem ja ka laikude suurus väheneb.
Muidugi on pealekandmisel lihtsam kasutada plekkide kuivatamiseks fööni, kuid ainult siis, kui on täielik kindlustunne, et peale kantud ained kuuma õhu mõjul ei oksüdeeru.
Rakendatavate täppide vaheline kaugus peaks olema umbes 2 cm.
Mõnikord täheldatakse plaatidel kromatograafia ajal servaefekti, mille tulemusena laigud ei asu samal joonel, vaid on hobuseraua kujuga või diagonaalselt. Selle efekti kõrvaldamiseks saab iga koha "varustada" oma rajaga, eraldades pealekantud proovi teistest, eemaldades sorbendijoone. Seda on kõige parem teha terava esemega (nt skalpelliga) joonlaua all, kuid olge ettevaatlik, et te ei eemaldaks liiga palju sorbenti.
Pärast uuritavate ainete plaadile kandmist on vaja tagada lahustite täielik eemaldamine, kuna isegi väike lahusti sisaldus uuritavas aines võib eraldumist mõjutada ja isegi kromatograafilise süsteemi koostist muuta.
Lahustite eemaldamine toimub tavaliselt plaatide loomulikul kuivatamisel 5-10 minuti jooksul või kuumutamisel fööniga või ahjus.
Kromatograafia
Õhekihikromatograafial on mitu meetodit, mis on peamiselt seotud lahustite liikumise tüübiga.
Kasvav õhukese kihi kromatograafia
Kahanev õhukese kihi kromatograafia
Horisontaalne õhukese kihi kromatograafia
· Radiaalne õhukese kihi kromatograafia.
Kasvav õhukese kihi kromatograafia
Seda tüüpi kromatograafia on kõige levinum ja põhineb asjaolul, et kromatograafilise süsteemi esiosa tõuseb kapillaarjõudude toimel mööda plaati, s.o. kromatograafilise süsteemi esiosa liigub alt üles. Selle meetodi jaoks kasutatakse kõige lihtsamat seadet, kuna kromatograafilise kambrina saab kasutada mis tahes lameda põhja ja tihedalt suletava kaanega anumat, mis mahub vabalt kromatograafilise plaadi.
Tõusva õhukese kihi kromatograafia meetodil on mitmeid puudusi. Näiteks esiosa piki plaati tõusmise kiirus esineb ebaühtlaselt, s.t. alumises osas on see kõrgeim ja esiosa tõustes väheneb. Selle põhjuseks on asjaolu, et kambri ülemises osas on lahustiaurude küllastumine väiksem, mistõttu kromatograafiliselt plaadilt aurustub lahusti intensiivsemalt, mistõttu selle kontsentratsioon väheneb ja liikumiskiirus aeglustub. Selle puuduse kõrvaldamiseks kinnitatakse kromatograafilise kambri seinte külge filterpaberi ribad, mida mööda tõusev kromatograafiline süsteem küllastab kambri auruga kogu selle mahu ulatuses.
Mõned kromatograafiakambrid on jagatud kaheks alusele. See täiustus võimaldab mitte ainult vähendada kromatograafisüsteemi tarbimist (kromatograafisüsteemi vajaliku kõrguse saamiseks on vaja väiksemat mahtu), vaid ka kasutada täiendavat küvetti lahusti jaoks, mis suurendab küllastunud auru rõhku kambris.
Teiseks puuduseks on vajadus jälgida lahusti rindejoont, kuna lahusti rindejoon võib "joosta" ülemisse serva. Sel juhul pole Rf tegelikku väärtust enam võimalik määrata.
Kahanev õhukese kihi kromatograafia
See kromatograafiameetod põhineb sellel, et kromatograafilise süsteemi esiosa laskub piki plaati peamiselt gravitatsiooni mõjul, s.o. liikuva faasi esiosa liigub ülevalt alla.
Selle meetodi puhul kinnitatakse kromatograafilise kambri ülemisse ossa kromatograafilise süsteemiga küvett, millest tahi abil juhitakse kromatograafilisele plaadile lahusti, mis voolab alla ja uuritav proov kromatografeeritakse.
Selle meetodi puudused hõlmavad seadmete keerukust. Seda meetodit kasutatakse peamiselt paberkromatograafias.
Horisontaalne õhukese kihi kromatograafia
See meetod on riistvaraliselt kõige keerulisem, kuid kõige mugavam. Seega asetatakse plaat kromatograafilises kambris horisontaalselt ja süsteem juhitakse tahi abil plaadi ühte serva. Lahusti front liigub vastupidises suunas.
On veel üks nipp, mis võimaldab kaamerat ülimalt lihtsustada. Selleks painutatakse kergelt alumiiniumalusel kromatograafiline plaat ja asetatakse see kambrisse. Sel juhul saab süsteem sisendi mõlemalt poolelt samaaegselt. Selleks sobivad ainult alumiiniumist aluspinnaga plaadid, kuna plastikust ja klaasist alus on “paindumatu”, s.t. ei säilita oma kuju.
Selle meetodi eelised hõlmavad asjaolu, et horisontaalses küvetis küllastub süsteem aurudega palju kiiremini, esiosa kiirus on konstantne. Ja kui kromatograafiat teostatakse mõlemalt poolt, siis esiosa ei "jookse ära"
Radiaalne õhukese kihi kromatograafia.
Radiaalne õhekihikromatograafia seisneb uuritava aine kandmises plaadi keskele ja süsteemi lisamises, mis liigub plaadi keskelt servani.
Plaatide kuivatamine.
Pärast uuritavate ainete eraldamise protsessi plaadid kuivatatakse. See on samuti oluline protsess, sest isegi kui plaadil on lahusti jälgi, on võimalik saada valed kromatograafilised tulemused.
Kui kromatograafiline süsteem sisaldas ainult madala keemistemperatuuriga komponente, siis piisab loomulikust kuivatamisest 3-5 minuti jooksul. Kui süsteem sisaldab kõrge keemistemperatuuriga vedelikke (alkoholid, vesi, orgaanilised happed jne), tuleb plaate kuivatada vähemalt 10 minutit või asetada plaat kuivatuskappi.
Eraldatud ainete identifitseerimine.
Kuivatatud plaat on uuritavate ainete kromatogramm. Kui ained on värvilised, siis identifitseerimine algab eraldatud ainete värvuse määramisega.
Kuid enamikul juhtudel on eraldatavad ained värvitud ja lihtne visuaalne võrdlus on võimatu.
Õhukese kihi kromatograafia jaoks on mitut tüüpi eraldatud ainete kvalitatiivset analüüsi (identifitseerimist):
· Visuaalsed meetodid ja eraldatud ainete Rf määramine.
· Värvireaktsioonid.
· Võrdlus tunnistajatega.
· Füüsikalis-keemilised identifitseerimismeetodid.
Vaatame lähemalt igat tüüpi kvalitatiivset analüüsi õhukese kihi kromatograafias.
Füüsikalised meetodid
Peamiselt kasutatakse visuaalseid meetodeid eraldatud ainete laikude asukoha määramiseks kromatograafilisel plaadil. Selleks uuritakse plaati nii nähtavas valguses kui ka ultraviolettvalgusega (peamiselt valgus lainepikkusega 366 ja 254 nm)
See on identifitseerimise esimene etapp, mille käigus määratakse kindlaks valitud tingimuste kvaliteet ja saadud kromatograafilised tulemused.
Seega on kindlaks tehtud kromatograafia kvaliteet (eraldatud ainete “sabade” puudumine või nende laikude kattumine, õige kuju ja suurus, kromatograafiliste radade ühinemise puudumine jne) ja eraldamine on tunnistatud edasiseks uurimiseks sobiv, määratakse tuvastatud laikude Rf.
Rf väärtus.
TLC üks peamisi näitajaid on Rf-indikaator. See parameeter on retentsiooniaja analoogia ja sõltub nii eraldatavate ainete omadustest, liikuva faasi ja sorbendi koostisest kui ka füüsikalistest parameetritest.
Rf väärtus määratakse aine läbitud vahemaa ja lahusti frondi läbitud vahemaa suhtena
Rf väärtus on mõõtmeteta suurus ja selle väärtus on vahemikus 0 kuni 1. Siiski leidub kirjanduses sageli selliseid näitajaid nagu hRf, Rf×100, mis on samad Rf, kuid korrutatuna 100-ga, et mitte töötada. kümnendväärtustega.
Rf väärtust ei mõjuta lahustifrondi läbitud vahemaa, kuid paljud meetodid kirjeldavad frondi läbimist 10 cm kauguselt. Seda kasutatakse ainult Rf arvutuste hõlbustamiseks.
Praktikas määratakse alguses lahustirinde läbitav kaugus: stardijoonest (ja mitte plaadi servast) kuni kohani, kus kromatograafia lõpus oli front. Seejärel määratakse kaugus stardijoonest eraldatud aine kohani. Siin mängib rolli koha suurus! Lõppude lõpuks, kui laik on ümara kujuga ja väikese suurusega, siis on saadud Rf-l selge väärtus. Ja kui saadud laik on suure või ebakorrapärase kujuga, siis sellise laigu Rf määramisel võib viga ulatuda 0,1-ni!
Jaotuskromatograafia korral on aine jaotuskoefitsient ja selle Rf seotud seosega:
Kus Sp Ja Sн- liikuva ja statsionaarse faasi ristlõike pindalad.
Nagu näeme, jaotuskoefitsient, konstantse suhtega Sp/Sn on Rf-st proportsionaalselt sõltuv suurus ja seda saab selle kaudu määrata.
Värvireaktsioonid.
Värvireaktsioone õhukese kihi kromatograafias kasutatakse väga laialdaselt. Nende eesmärk on mitte ainult eraldatud komponentide asukoha määramine (töötlemine väävelhappega, joodiaur), vaid ka nii ainete klassi kui ka identifitseerimise määramine (üksikute reaktsioonide olemasolul).
Me ei käsitle siin seda tohutut värvikvalitatiivsete reaktsioonide mitmekesisust; ütleme ainult, et kui kõik kvalitatiivsed reaktsioonid langevad kokku ja aine saadud Rf väärtused langevad kolmes erinevas süsteemis kokku kirjanduse andmetega, siis aine tuvastatakse. Kuigi minu arvates vajab täiendavat kinnitust uuringud mõne muu füüsikalise ja keemilise meetodi abil.
Võrdlus tunnistajaga.
Eeldatava koostisega ainete uuringute läbiviimisel kasutatakse kromatograafia meetodit tunnistaja- tuntud aine. Seda meetodit kasutatakse siis, kui kromatograafiatingimustes on raske taluda, puuduvad selle süsteemi või adsorbendi Rf-andmed kirjanduses, gradientmeetodi kasutamine jne. Ja värvireaktsioonide läbiviimisel saate võrrelda mitte ainult värve, vaid ka uuritavate ainete ja tunnistajate toone, mis on samuti oluline.
Teisest küljest nõuab see meetod tunnistajatelt lisakulusid.
Kvantitatiivsed analüüsimeetodid
Kvantitatiivsel analüüsil õhukese kihi kromatograafias on mitut tüüpi, mis iseloomustavad meetodi igat arenguetappi. Kuigi mõnda meetodit saab kasutada ainult poolkvantitatiivselt, kasutatakse neid siiski praktikas.
Visuaalne võrdlusmeetod. Nagu eespool mainitud, sõltub laigu värvi intensiivsus ja selle suurus kromatografeeritava aine kogusest. Seetõttu põhineb visuaalne kvantifitseerimine mitmel tehnikal.
Lahjendusmeetod. See meetod seisneb iga aine puhul selle piirkontsentratsiooni määramises, mille juures ainet ei saa kromatograafilise meetodiga määrata. Kromatograafias uuritavat ainet lahjendatakse, kuni see lakkab plaadile ilmumast.
Selle meetodiga määratud aine C sisaldus leitakse järgmise valemi abil:
Kus n- lahjendamine, A– aine kontsentratsioon, mille juures see kromatograafia käigus ei ilmne.
Punkti pindala määramise meetod. Kui katseaineid ja tunnistajaid kasutatakse võrdsetes kogustes, on kromatograafia järel tekkivad täppide alad võrdelised aine kontsentratsiooni logaritmiga. S= a ln c+b
kus a ja b on eksperimentaalselt määratud empiirilised koefitsiendid.
Kui eraldatud aine laigul on teravad piirid, saab laigu pindala määrata gravimeetrilisel meetodil (lõika koht välja ja kaaluda), mõõdetuna planimeetriga. See meetod annab vea kuni 10-15%.
Sellel on aga mitmeid olulisi puudusi. Esimene ja kõige olulisem on see, et sel viisil on võimalik määrata UV-piirkonnas (254, 366 nm) värviliste või fluorestsentsiga ainete kontsentratsiooni. Seda puudust saab kõrvaldada, lisades sorbendile erinevaid fosforeid, mis suurendab määramisviga.
Kasutada võib ka plaatide töötlemist ilmutusainetega (reaktiividega) (näiteks ilmutusreagendis leotatud filterpaberi kasutamine, millele järgneb kontakt kromatograafilise plaadiga ja sellel arendatud aine pindala edasine määramine) , kuid määramisviga on samuti suur.
Vajadus usaldusväärsema kvantifitseerimise tulemuse järele tingis instrumentaalsete meetodite kasutamise.
Elueerimismeetod. See meetod seisneb selles, et eraldatud aine pestakse sorbendist lahustiga maha ja selle kontsentratsioon määratakse muude meetoditega - fotomeetriliste, polarograafiliste jne. See on üsna täpne meetod, kuid ainult siis, kui eraldatud aine on kvantitatiivselt isoleeritud. Selle suure töömahukuse tõttu kasutatakse meetodit üsna harva ja see on vastuvõetamatu, kui uuritavaid proove on palju.
Fotograafia meetod määramine seisneb plaatide pildistamises eraldatud ainega ja edasise mustamise astme määramises desinmeetrite abil.
Radiograafiline meetod sarnane fotomeetrilisele, ainsa erinevusega, et määratakse eraldatud aine kiirgusest põhjustatud plaadi mustaks muutumine. Seda meetodit kasutatakse ainult märgistatud aatomitega ainete määramisel.
Fotodesintomeetriline meetod saab kasutada ainet plaadist isoleerimata ja see põhineb mitte ainult täpi pindala, vaid ka selle intensiivsuse määramisel.
See on kõige täpsem meetod ainete kontsentratsiooni määramiseks, kuna see võimaldab kalibreerimisgraafikute kasutamisel teha kõigi eraldatud ainete (kuni 2-10%) üsna täpsed kvantitatiivsed määramised otse plaadil lühikese aja jooksul. aega.
Pole üllatav, et õhukese kihi kromatograafia arenedes suureneb desinmeetrite kasutamine, suureneb tundlikkus ja sellest tulenevalt ka eraldatud ainete kontsentratsiooni määramise täpsus ning läheneb kõrgefektiivse vedelikkromatograafia täpsusele.
Riis. 1. Tüüpiline kamber õhukese kihiga kromatograafiaplaadi ilmutamiseks
- kaas
- klaaskamber
- TLC plaat
- sorbent
- rakendussait
- lahusti
Tüüpiline rasvhapete metüülestrite TLC kromatogramm.
Kromatogrammil KUULUS= rasvhapped metüülestrid = rasvhapete metüülestrid. Alusta= eraldatavate segude kasutuskoht.
Kromatogramm viidi läbi Sorbfil plaadil. Süsteem – benseen. Manifestatsioon - söestumine pärast väävelhappega pihustamist.
Punkt 1 - rasvhapete metüülestrid. Punkt 2 - tavaliste lipiidide metüülimisproduktid.
Nool on näidatud lahustifrondi (süsteemi) liikumissuund. Kromatograafia käigus liikus lahusti esiosa plaadi ülemisse serva.
TLC meetodi rakendamine farmaatsias
Kromatograafiliste meetodite suur tähtsus farmaatsia jaoks on tingitud asjaolust, et ravimite tootmisel on paljudel juhtudel vajalik looduslike või sünteetiliste toodete eelnev eraldamine nende puhtal kujul. Samuti põhinevad analüüsid sageli segude komponentideks lahutamisel. Vaatame kahte näidet TLC meetodi kasutamisest, tõestades selle olulisust ravimainete analüüsimisel ja tootmisel.
TRITERPEENSAPONIINIDE KVANTITATIIVNE MÄÄRAMINE HPTLC abil, KASUTAMISEKS Skaneeriv densitomeetria
Triterpeensaponiinid (glükosiidid) on paljude ravimite toimeained.
Enamik praegu kasutatavaid triterpeensaponiinide kvantitatiivse määramise meetodeid põhinevad viimaste happelisel hüdrolüüsil koos aglükooni edasise määramisega, enamasti titrimeetrilise, harvemini spektraalanalüüsi meetoditega.
Sellistel meetoditel, mis põhinevad saponiini molekulide hävitamisel, on mitmeid puudusi. Need on kauakestvad ega võimalda kvantitatiivselt hinnata üksikute saponiinide suhet saponiini sisaldavates preparaatides.
Enamikul juhtudel piirduvad autorid tavaliselt kvalitatiivse hindamisega, kasutades TLC meetodit, mis on kõige kättesaadavam ja lihtsam kromatograafia analüüsimeetod. TLC kasutamist komponentide kvantitatiivse sisalduse määramiseks takistab skaneerivate densitomeetrite puudumine.
Selles töös esitatakse mõnede triterpeensaponiinide (oleanoolhappe derivaatide) kvantitatiivse TLC määramise tulemused ravimites ja taimsete materjalide ekstraktides.
Uurimisobjektideks valisime Mandžuuria araalia (aralosiidid) triterpeensaponiinid. mille kvalitatiivset määramist erinevates objektides on töödes käsitletud, samuti suhkrupeedi triterpeensaponiinid - eelnevalt kindlaksmääratud farmakoloogilise toimega ained. Mõlemad on oleanoolhappe derivaadid väikese (mitte rohkem kui nelja) suhkrujäägi kogusega, mis viitab nende sarnasele käitumisele õhukeses sorbendikihis
Standardina kasutati Saparali tablettidest eraldatud aralosiidide summat ja värskelt koristatud risoomidest eraldatud suhkrupeedi saponiinide summat. Plaadile kandmiseks valmistati saponiinide vesi-alkohol (80% etanool) lahused, mis sisaldasid 0,4-2,0 mg/ml. Kromatograafia viidi läbi, kasutades TLC plaate "Silufol" (Tšehhi Vabariik) 15 x 15 cm, "Armsorb" HPTLC jaoks (Armeenia) 6 x 10 cm ja "Sorbfil" (Venemaa) 10 x 10 cm. Täielikuks eraldamiseks piisav esitõusu kõrgus oli vastavalt 10,6 ja 6 cm. Proovid kanti mikrosüstlaga MSh-10 (Venemaa) plaadile, mis oli kuumutatud temperatuurini 40 °C. Optimaalne proovi maht oli 3-5 µl. Kasutamine viidi läbi mitmes etapis, nii et algustäpi läbimõõt vastaks. mitte üle 2 mm.
Kromatograafia viidi läbi temperatuuril 20-25 °C. Pärast elueerimise lõpetamist kuivatati plaadid õhu käes ja töödeldi laboriklaasist pihustuspudeli abil detekteerimisreagendiga. Tsoonide skaneerimine viidi läbi skaneeriva densitomeetriga Shimadzu CS-9000 (Jaapan) Võrreldi kromatograafiaga saadud tsoonide kvaliteeti kolmes enim soovitatud elueerimissüsteemis: I. kloroform - metanool - vesi (30:17:3): II. n-butanool - etanool - ammoniaak (7:2:5); III. n-butanool - vesi - äädikhape (4:5:1), pealmine kiht; IV. benseen - etüülatsetaat (1:1) ( suhkrusaponiinide puhul peet).
Tuvastamisreagentidena kasutati 25% fosfovolframhappe alkoholilahust (saponiinide vaarikad laigud valgel taustal). kõige sagedamini kasutatakse selliste ühendite kvantitatiivseks TLC määramiseks ja 10% fosfomolübdeenhappe alkoholilahust, mida soovitatakse triterpenoidsete tsoonide arendamiseks (saponiini tsoonid on kollasel taustal tumesinised). Viimasel juhul võimaldab plaatide töötlemine ammoniaagi auruga muuta tausta värvi ja suurendada täppide kontrastsust.
Uurimistöö tulemusena valiti densitomeetriliseks määramiseks kromatograafilise protsessi optimaalsed tingimused. Armsorb for HPTLC tunnistati kolmest plaaditüübist parimaks. Protsessi kõrget efektiivsust soodustab õhuke (II0 µm) ja ühtlase fraktsioonilise koostisega (5-10 µm) silikageelikiht, mis tagab hea eraldumise ja minimaalse tsoonide erosiooni isegi siis, kui lahustifront tõuseb 6 cm võrra. Sorbfil plaadid on eraldusvõimelt peaaegu sama head, kuid elueerimisaeg on nende puhul peaaegu kaks korda pikem. Piisavalt kõrge elueerimiskiirusega silufolplaadid võimaldavad komponentide eraldamist pikema kromatograafilise teekonna jooksul, mis toob kaasa tsoonide mõningase hägustumise, kuid nende kasutamine on samuti võimalik.
Elueerimist saab üsna tõhusalt läbi viia ükskõik millises esimesest kolmest elueerimissüsteemist. I annab ajavõitu, IV võimaldab saada parema suhkrupeedi saponiinide eraldumise kui esimesed kolm.
Mõlemad tuvastusreaktiivid annavad tsoonidele üsna stabiilse värvuse skaneerimisel 1-2 tunni jooksul alates väljatöötamise hetkest. Pärast seda perioodi muudavad fosfonovolframhappega töödeldud plaatide saponiinitsoonid karmiinpunasest violetseks, mis võib skaneerimise ajal põhjustada kvantitatiivse analüüsi tulemuste moonutamist. Sel juhul on eelistatavam ravi fosfomolübdeenhappega. Valguse eest kaitstud kohas hoidmisel andsid selle reagendiga arendatud tsoonidega plaadid täiesti reprodutseeritavad tulemused pärast mitu kuud pärast väljatöötamist.
Saponiinide avastamispiir oli 5 μg proovis, kui see oli välja töötatud fosfovolframhappega, ja 0, 5 μg proovis, kui neid arendati fosfomolübdeenhappega. Töötlemine ammoniaagi auruga võimaldas viimasel juhul vähendada saponiinide avastamispiiri proovis 0,2 μg-ni.
Saponiinide kvantitatiivne määramine TLC abil skaneeriva densitomeetria abil viidi läbi Armsorbi plaatidel (kromatograafia kiirus antud juhul oli 2 korda suurem) või "Sorbfil" II ja III elueerimissüsteemides (kuna sisaldab vähem toksilisi komponente). Tsoonide tuvastamine viidi läbi 10% fosfomolübdeenhappe lahusega. Kasutatava proovi maht ei ületa 5 µl, eluendi frondi tõusu kõrgus on 6 cm, elueerimisaeg 30 - 60 minutit. Skaneerimise lainepikkus λ = 675 nm. Pärast plaatide töötlemist ilmuvad araalia ja suhkrupeedi saponiinid kolme erineva intensiivsusega tsooni kujul.
Skaneerimisel saadud densitogrammide üldvaade on esitatud joonisel fig. 1.
Tablettidest "Saparal" (joonis 1, a) ja "Aralia Tinktuura" eraldatud saponiinide kromatogrammide võrdlus (joonis fig. 1,6) võimaldab meil märkida erinevaid suhteid 44
aralosiidid A, B ja C, mis on osa nendest ravimvormidest. Samasugust ebaühtlust üksikute saponiinide vahekorras tooraines olenevalt taime kasvutingimustest täheldati varem. Saponiinide suhet valmis ravimvormides saab kergesti hinnata saadud densitogrammide abil. Kuna kromatogrammil on 3 saponiinidele vastavat tsooni ja densitogrammil on vastavalt kolm piiki, summeeriti kalibreerimissõltuvuse koostamisel kõigi piikide pindalad. Viga oli sel juhul väiksem kui ühe komponendi piigi parameetrite põhjal arvutuste tegemisel, võttes arvesse nende suhte varieeruvust (joonis 2).
Riis. I. TLC-plaatide skaneerimisel saadud densitogrammid: A- "Saparali" tablettidest eraldatud Aralia saponiinid; 6 - saponiinid Aralia tinktuurist; V- suhkrupeedi saponiinid. Saponiinide kogusisaldus proovis on 5 μg. A, B, C- saponiinide piigid; 0 - stardijoon; f- Esiliin.
Riis. 2. Kromatogrammil olevate pikoonsaponiinide pindalade summa kalibreerimissõltuvus nende sisaldusest proovis. / - Aralia saponiinid; 2 - suhkrupeedi saponiinid. Abstsissteljel on saponiinide sisaldus proovis (mcg), ordinaatteljel piikide pindalade summa (cm2).
Densitogrammil olevate piikide pindalade summa kalibreerimise sõltuvus proovis sisalduvast ainesisaldusest saadi teadaoleva saponiinisisaldusega standardlahuste seeria kromatograafiaga. Alglahus valmistati, lahustades täpselt kaalutud osa saponiinidest 80% etanoolis, kuivatati konstantse massini. Töölahuste seeria valmistati esialgse lahuse järjestikuse lahjendamisega 80% etanooliga. Saponiinide sisaldus neis oli 0,04 - 2,0 mg/ml (0,2 - 10 μg proovis proovimahuga 5 μl). Seda kontsentratsioonivahemikku võib pidada skaneerimiseks optimaalseks. Selle meetodiga määratud minimaalne saponiinisisaldus on 0,2 μg proovi kohta. Suhteline standardhälve ei ületa sel juhul 0,03.
Saadud kalibreerimissõltuvused on mittelineaarsed, mis on täielikult kooskõlas Kubelka-Munki teooriaga, mis võtab arvesse valguse neeldumist ja hajumist sorbendi poolt. Kitsas madalate kontsentratsioonide vahemikus võib sõltuvusi pidada lineaarseteks (0,2 - 2,0 μg/proov). Kõverate mittelineaarset osa saab lineariseerida, teisendades proovis sisalduva aine koguse ja piigi pindala vastastikusteks suurusteks ning see võtab joonisel fig. 3.
Riis. 3. Saponiinide piikide pindalade summa pöördväärtuse sõltuvus kromatogrammil (1/S 10 -1) nende sisalduse pöördväärtusest proovis (1/m - 10 -1). 1
-aralia saponiinid; 2
- suhkrupeedi saponiinid.
Saadud kalibreerimisseost kasutades määrati saponiinide sisaldus Aralia tinktuuris. 5 ml tinktuuri lahjendati 70% etanooliga 25 ml mõõtekolvis. Armsorbi plaatide stardijoonele kanti 5 μl saadud lahust Kõrvalpunkti kanti 5 μl aralosiidide standardlahust kontsentratsiooniga 1 mg/ml (5 μg proovis). töödeldud ülalkirjeldatud viisil.
Saadud tulemuste ja FS 42-1647-93 (5,3 mg/ml) määramise tulemuste erinevus oli ülehindamise suunas 6 - 7%, mis on seletatav saponiinide kadumisega mitmeetapilisel eel- proovi ettevalmistamine FS-i abil (tabel).
Ülalkirjeldatud meetodit kasutati saponiinide määramiseks Saparali tablettides ja taimsetes toorainetes (Mandžuuria araalia juured ja suhkrupeedi risoomid) koos saponiinide esialgse ammendava ekstraheerimisega tablettidest toorainest - 80% kuum etanool. Kõrvalekalded määramistulemustest vastavalt FS 42-1755 - 81 tablettide (0,040 g) puhul on samades piirides, mis tinktuuri puhul (tabel).
Seega on tõestatud võimalus mõne triterpeensaponiini ja oleanoolhappe derivaatide kiireks kvantitatiivseks määramiseks ravimites ja taimsetes toorainetes HPTLC meetodil ja sellele järgnevate tsoonide kvantitatiivse hindamisega skaneeriva densitomeetria abil.
Määramise tulemused korreleeruvad üsna hästi FS-i määramise tulemustega. See tehnika võimaldab kombineerida ravimite autentsuse määramist TLC-ga (FS-i abil) plaatidel olevate komponentide tsoonide järgneva skaneerimisega ja nende kvantitatiivse hindamisega. Skaneerimisel saadud kromatogrammid võimaldavad määrata ka üksikute saponiinide vahekorda analüüsitavates objektides.
Aralozndide kvantitatiivse määramise tulemused inCTofik-Araliast (I) ja tabletid "Saparal" (2) THC abil, kasutades skaneerivat dsnsptoietrnn /" = 0,95, ja - 5,/=2,78,/=4
MÕNED PEREKONNA LIIKIDE PROOVIDE LIPIIDIDE JA FLAVONOIDIDE KOOSTISE UURIMINE (
Lathyrus
.)
Paljudest kaunviljade perekonna esindajatest, nagu lutsern, lupiini ristik, vikk, on eraldatud flavonoide, millel on lai toimespekter: põletikuvastane, haavade paranemine, veresoonte tugevdamine jne. Punasest ristikust eraldati isoflavoonid: biochaniin A - 0,8% ja formononetiin - 0,78%, millel on östrogeenne toime.
Uurisime flavonoidide koostist perekonna teatud liikidel: Ch.külv (I), Chlugovaya (II), Ch. Spring (III), Ch. Mets (IV).
Lipiidide kompleksi võimaliku kasutamise eesmärgil toidulisandites ja ravimites uurisime ka muru ja lõua seemnete lipiidide täielikku fraktsioonilist koostist.
materjalid ja meetodid
Lipiidifraktsiooni eraldamine kuivadest toorainetest viidi läbi vastavalt Bligh ja Dyeri meetodile.
Kuiva taimse materjali proovile (0,2 g) lisati 1,6 ml destilleeritud vett ja hoiti 24 tundi külmas. Seejärel lisati 6 ml kloroformi-metanooli (1:2) segu ja jäeti 3 päevaks seisma, seejärel tsentrifuugiti 15 minutit kiirusel 8000 p/min. Läbipaistvale supernatandile lisati 2 ml vett ja 2 ml kloroformi. Saadud 2-faasiline süsteem eraldati jaotuslehtris. Kloroformi kihti pesti kaks korda metanooliga ja aurustati rotaatoraurustil kuivaks. Jääk kuivatati vaakummeksikaatoris, seejärel lahjendati kloroformiga kontsentratsioonini 10 mg/ml ja lahust säilitati stabiliseeritud kloroformis temperatuuril + 4 °C.
Lipiidifraktsiooni kvalitatiivne analüüs viidi läbi TLC meetodil Kieselgel 60 (254) plaatidel järgmistes lahustisüsteemides:
A. Neutraalsete lipiidide puhul: 1) heksaan – benseen (9:1); 2) Heksaan - eeter - äädikhape (90:10:1).
B. Polaarsed lipiidid (fosfolipiidid): 1) kloroform - atsetoon - metanool - äädikhape - vesi (6:8:2:2:1), happeline; 2) kloroform - meta-
nol - 26% ammoniaak (65:25:5), aluseline; 3) kloroform - metanool - vesi (65:25:4), neutraalne.
Fosfolipiidide kvalitatiivse koostise määramisel viidi nende tuvastamine läbi erinevate ilmutite (joodiaur, ninhüdriin, Dragendorffi reaktiiv, väävelhape) abil ja kasutades Rf standarditele.
Ülaltoodud süsteemide ja reaktiivide komplekt võimaldas Hiina proovidest eraldatud lipiidifraktsioonide põhjalikku analüüsi.
Flavonoidide koostise uurimiseks, arvestades kasvuperioodi faase, valiti järgmised proovid: I (õitsemise faas); IV (õitsemise faas); III (kaaslane) tärkava faas; II (õitsemise faas); II (viljafaas); II (taimestiku faas enne õitsemist).
Flavonoidide eraldamine kuivast toorainest viidi läbi meetodil, mis tagab nende ammendava ekstraheerimise.
Selleks pandi 1 g purustatud ürti püstjahutiga kolbi, valati 20 ml 70% etanooliga ja keedeti 20 minutit veevannis. Ekstrakt jahutati, filtriti läbi Schotti klaasfiltri ja aurustati rotaatoraurustil kuivaks. Jääk lahustati etüülalkoholis lõppkontsentratsioonini 10 mg/ml. Flavonoidide üldsisalduse määramiseks kasutati standardina rutiini. Selle uuringu tulemused on toodud tabelis. 3.
Flavonoidide kvalitatiivse koostise määramine viidi läbi TLC abil Mercki Kieselgel 60(254) plaatidel lahustisüsteemis n-butanool - äädikhape - vesi (6:1:2). Detektor - väävelhape UV (254 nm) all - sireli flavonoidide laigud rohelisel taustal.
Tabel 1
Flavonoidide kogusisaldus erinevat tüüpi rohu tooraines (rohus) (% absoluutselt kuivmassist)
Riis. 1. Hiina perekonna üksikute liikide flavonoidide koostise TLC. C - flavonoidide tunnistajate summa: onin - Rf 0,28; rutiin - R 0,48; luteoliini glükosiid - Rf 0,58; formononetiin - Rf 0,64; kvertsetiin - Rf0,79: luteoliin - Rf 0,82; biochaniin A - Rf 0,85; apigeniin - Rf 0,92.
Riis. 2. Niiduheina flavonoidide TLC kasvuperioodi erinevatel faasidel. IIa - õitsemise faas; IIb - viljafaas: IIc - vegetatsioonifaas enne õitsemist. C - flavonoidide tunnistajate summa: onin - Rf f 0,28; rutiin - Rf 0,48; luteoliini glükosiid - Rf
0,58; formononetiin - Rf
0,64; kvertsetiin - Rf
0,79; luteoliin - R (
0,82; biochaniin A - Rf
0,85; apigeniin - Rf
0,92.
Uurides II flavonoidide koostist kasvuperioodi erinevates faasides, täheldati, et lisaks rutiinile ja kvertsetiinile olid ekstraktis märgatavates kogustes ononiini ja formononetiini. Ülejäänud flavonoide leidub väikestes kogustes.
Seega on näidatud, et erinevates lõuatüüpides, kasvuperioodi erinevates faasides, sisaldavad need nii glükosiide kui ka aglükoone – ononiini, rutiini, luteoliini glükosiidi ja nende aglükoone: formononetiini, kvertsetiini ja luteoliini ning nende koostis varieerub sõltuvalt taimeliigist ja ühes taimes (niidulõug) sõltuvalt kasvuperioodi faasist.
tabel 2
Peamiste flavonoidide kvantitatiivne sisaldus perekonna üksikutes esindajates (in %, absoluutselt kuivkaalu järgi)
II-l leiti vegetatiivsel perioodil nii ononiini kui ka formononetiini. Õitsemis- ja viljaperioodil väheneb märgatavalt ononiini hulk, suureneb formononetiini hulk.
Peamiste flavonoidide kvantitatiivne sisaldus uuritud proovides määrati kvantitatiivse TLC abil samadel tingimustel. Selle uuringu tulemused on toodud tabelis. 2.
Nagu tabeli andmetest järeldub. Nagu on näidatud joonisel 2, on erinevat tüüpi lõug rikas bloflavonoidide allikas, tänu millele on neil taimedel üks bioloogilise aktiivsuse tüüp.
Järeldus:
Kaasaegse keemia üks olulisi ülesandeid on orgaaniliste ainete usaldusväärne ja täpne analüüs, mis on sageli sarnase struktuuri ja omadustega. Ilma selleta on võimatu läbi viia keemilisi, biokeemilisi ja meditsiinilisi uuringuid, keskkonnaanalüüsi, kohtuekspertiisi, aga ka keemia-, nafta-, gaasi-, toiduaine-, meditsiinitööstuse ja paljude teiste rahvamajanduse sektorite keskkonnameetodid põhinevad suuresti see. Siin on välja toodud vaid väike osa õhekihikromatograafia meetoditest ja tehnikatest. Kuid nagu näete sellest väikesest asjast, on õhukese kihi kromatograafial märkimisväärsed ja tõsised võimalused koos mugavuse ja lihtsusega.
Siiski rakendati ka TLC gaasiversioon. Nendena kasutatakse peeneteralist Al 2 O 3 jne, mis on kaetud klaasi, fooliumi või plaatidega; kihi, kasutuse või muu kindlustamiseks. Tööstus toodab valmis plaate, mille kiht on juba kinnitatud. Eluendid on tavaliselt org. lahused, vesilahused, kompleksimoodustajad jne. Olenevalt kromatograafilise valikust süsteemid (liikuvate ja statsionaarsete faaside koosseis) aine eraldamisel. protsessid võivad oma rolli mängida. Praktikas rakendatakse sageli mitut korraga. eraldusmehhanismid.
Sõltuvalt plaadi asendist ja eluendi voolu suunast eristatakse kasvavat, kahanevat ja horisontaalset TLC-d. Vastavalt töömeetodile eristatakse frontaalanalüüsi (kui analüüsitav segu toimib liikuva faasina) ja tavaliselt kasutatavat elueerimisversiooni. "Circular" TLC (kui analüüsitav lahus ja lahus juhitakse järjestikku plaadi keskele) ja "anti-ringikujuline" TLC (kui analüüsitavat lahust kantakse ringikujuliselt ja eluent liigub perifeeriast plaadi keskele) plaat), TLC all (kui -lahusti all lastakse läbi tihedalt pressitud kihiga kaetud kihi), samuti TLC temperatuuri, koostise jne gradiendi tingimustes. Nn. kahemõõtmeline TLC kromatograafia protsess viiakse läbi järjestikku kahes üksteisega risti olevas erinevas suunas. eluente, mis suurendab eraldamise efektiivsust. Samal eesmärgil kasutatakse mitut elueerimist ühes suunas.
Elueerimisversioonis kantakse kihile tilgad (mahus 1-5 µl) analüüsitavat lahust ja plaadi serv sukeldatakse eluenti, mis asub hermeetiliselt suletud klaaskambri põhjas. Eluent liigub mööda kihti kapillaar- ja gravitatsioonijõudude toimel; analüüsitav segu liigub samas suunas. Korduva kordamise tulemusena ja vastavalt koefitsiendile. valitud jaotused eraldatakse ja paigutatakse plaadile eraldi tsoonidesse.
Pärast protsessi lõppu eemaldatakse plaat kambrist, kuivatatakse ja eraldatud tsoonid tuvastatakse vastavalt omale. värvimisel või pärast nende pihustamist lahustega, mis moodustavad värvilisi või fluorestseeruvaid laikekoos eraldatava segu komponentidega. Radioaktiivsed ained tuvastatakse autoradiograafiliselt (kokkupuutel sellele asetatud plaadiga). Kasutatud ka. ja aktiivsed avastamismeetodid. Saadud pilt kromatograafia jaotusest tsoonid nimetatakse kromatogramm (vt joonis).
Kromatogramm, mis saadakse kolme komponendi segu eraldamisel õhukese kihi meetodil.
Kromatograafiline asend kromatogrammi tsoone iseloomustab väärtus R f - i-nda komponendi tsooni keskpunkti poolt läbitud tee l i suhe stardijoonest eluendi poolt läbitavasse teekonda l: R f = l i /l ; R f 1. R f väärtus sõltub koefitsiendist. jaotus () ning liikuva ja statsionaarse faasi mahtude suhe.
TLC-s eraldumist mõjutavad mitmed tegurid – eluendi koostis ja omadused, kihi iseloom, temperatuur, suurus ja paksus ning kambri mõõtmed. Seetõttu on reprodutseeritavate tulemuste saamiseks vaja katsetingimused hoolikalt standardida. Selle nõude järgimine võimaldab teil määrata R f suhtelise väärtusega. standardhälve 0,03. Standardtingimustes on R f antud elemendi puhul konstantne ja seda kasutatakse viimase jaoks.
Komponendi kogus kromatograafias Tsoon määratakse otse kihil tsooni pindala (tavaliselt varieerub selle läbimõõt vahemikus 3 kuni 10 mm) või selle värvi intensiivsusega (). Nad kasutavad ka automaatset. skaneerimisseadmed, mis mõõdavad valguse neeldumist, läbilaskvust või peegeldumist või kromatograafiat. tsoonid Eraldatud tsoonid saab koos kihiga plaadilt maha kraapida, komponendi lahusesse ekstraheerida ja lahust sobiva meetodiga (luminestsents, aatomabsorptsioon, aatomfluorestsents, radiomeetriline analüüs jne) analüüsida. Kvantifitseerimise viga on tavaliselt 5-10%; ainete avastamispiirid tsoonides -10 -3 -10 -2 μg (kasutades värvilisi derivaate) ja 10 -10 -10 -9 μg (kasutades ).
TLC eelised: lihtsus, kulutõhusus, seadmete kättesaadavus, kiirus (eraldamise kestus 10-100 min), eraldamise kõrge tootlikkus ja efektiivsus, eraldustulemuste selgus, kromatograafilise tuvastamise lihtsus. tsoonid
TLC-d kasutatakse nii orgaanilise kui ka inorgaanilise aine eraldamiseks ja analüüsimiseks. in-in: peaaegu kõik mitte-org.
Kromatograafia kaasaegses keemiasKaasaegse keemia üks olulisi ülesandeid on orgaaniliste ainete usaldusväärne ja täpne analüüs, mis on sageli sarnase struktuuri ja omadustega. Ilma selleta on võimatu läbi viia keemilisi, biokeemilisi ja meditsiinilisi uuringuid, keskkonnaanalüüsi, kohtuekspertiisi, aga ka keemia-, nafta-, gaasi-, toiduaine-, meditsiinitööstuse ja paljude teiste rahvamajanduse sektorite keskkonnameetodid põhinevad suuresti see.
Üks tundlikumaid meetodeid on kromatograafiline analüüs, mille pakkus esmakordselt välja vene teadlane M. S. Tsvet 20. sajandi alguses. ja sajandi lõpuks oli sellest saanud võimas tööriist, ilma milleta ei saanud enam hakkama nii sünteetika kui ka teistes valdkondades töötavad keemikud.
Värvide eraldamine viidi läbi joonisel fig 1 näidatud kolonnis. 1. Ainete A, B ja C segu – algselt tsoonis paiknevad looduslikud pigmendid e,– jagatakse sobiva lahusti D (eluendi) lisamisega eraldi tsoonideks.
Tundub, et nagu ikka, algas kõik kõige lihtsamast asjast, mida iga koolilaps teha oskas. Varasematel aastatel kirjutasid koolilapsed, sealhulgas käesoleva artikli autor, tindiga. Ja kui tindiplekile kukkus bloteerimislapp, siis võis märgata, et tindilahus jagunes sellel mitmeks “esiküljeks”. Kromatograafia põhineb ühe mitmest ainest jaotumisest kahe, nagu öeldakse, faasi vahel (näiteks tahke aine ja gaasi vahel, kahe vedeliku vahel jne) ning üks faasidest on pidevas liikumises, st. see on mobiilne.
See tähendab, et selline faas, näiteks gaas või vedelik, liigub pidevalt edasi, rikkudes tasakaalu. Veelgi enam, mida paremini konkreetne aine on statsionaarses faasis sorbeeritud (absorbeeritud) või lahustuv, seda väiksem on selle liikumiskiirus ja vastupidi, mida vähem ühend sorbeerub, st vähem afiinsust statsionaarse faasi suhtes. suurem liikumiskiirus. Selle tulemusena, nagu on näidatud joonisel fig. 2, kui meil on algul ühendite segu, siis järk-järgult liiguvad need kõik liikuva faasi poolt tõugatuna erineva kiirusega “finišisse” ja lõpuks eralduvad.
Riis. 2. Kromatograafilise eraldamise põhiprintsiip: NF on statsionaarse faasi kiht, mis katab kapillaartoru T sisepinda, mille kaudu liigub liikuv faas (MP). Eraldatava segu komponendil A1 on kõrge afiinsus liikuva faasi suhtes ja komponendil A2 statsionaarse faasi suhtes. A "1 ja A" 2 – samade komponentide tsoonide asukohad pärast ajavahemikku, mille jooksul toimus kromatograafiline eraldumine noolega näidatud suunas
Praktikas viiakse ainete segu proov näiteks süstlaga statsionaarse faasi kihti ja seejärel liiguvad segus olevad erinevad ühendid koos liikuva faasiga (eluendiga) mööda kihti. , mida juhib see faas. Liikumiskiirus sõltub komponentide vastasmõju (afiinsuse) suurusest statsionaarses ja liikuvas faasis ning selle tulemusena saavutatakse komponentide eraldumine.
Pärast eraldamist tuleb kõik komponendid identifitseerida ja kvantifitseerida. See on kromatograafia üldine skeem.
Tuleb märkida, et see kaasaegne meetod võimaldab mõne minutiga määrata segus kümnete ja sadade erinevate ühendite sisalduse ka ebaolulistes, ~10–8% “jälgedes” kogustes.
Vaatame lähemalt kromatograafilist analüüsimeetodit. Kromatograafilisi süsteeme saab jagada järgmiste põhimõtete järgi:
– liikuva ja statsionaarse faasi agregatsiooni olek;
– süsteemi geomeetrilised omadused;
– eraldatava aine ja faaside vahelise koostoime mehhanism.
Liikuva faasina kasutatakse gaasi või vedelikku. Tahkeid või vedelikke kasutatakse statsionaarsete või statsionaarsete faasidena.
Faaside paigutuse alusel jagatakse kromatograafilised süsteemid kahte rühma: tasapinnalised ja kolonnilised.
Viimased omakorda jagunevad:
– pakitud, täidetud granuleeritud tahke materjaliga (väikesed pallid), mis toimivad kas eralduskeskkonnana või statsionaarse vedela faasi kandjana;
– kapillaar, mille siseseinad on kaetud statsionaarse vedeliku kilega või tahke adsorbendi (absorberi) kihiga.
Koostoime eraldatava aine ja kromatograafilise süsteemi faaside vahel võib toimuda kas faasi pinnal või kogumas. Esimesel juhul nimetatakse kromatograafiat adsorptsioon, teises - levitamine.
Molekulaarse eraldamise mehhanismid kromatograafilistes süsteemides taanduvad enamasti järgmistele:
– statsionaarne faas neelab (sorbeerib) eraldatavaid aineid füüsiliselt;
– statsionaarne faas interakteerub keemiliselt eraldatavate ainetega;
– statsionaarne faas lahustab lahusest eraldatavad ained segunematus lahustis;
– statsionaarne faas on poorse struktuuriga, mis takistab selles faasis eraldatavate ainete molekulide difusiooni.
Kromatograafia, mis sai alguse isetehtud seadmetest, nagu lahustisse kastetud pabeririba, on nüüd esindatud ülikeeruliste instrumentaalsüsteemidega, mis põhinevad kaasaegsetel täpsus- ehk täppispõhimõtetel ja on varustatud arvutitarkvaraga. Piisab, kui öelda, et üks parimaid arvutifirmasid Hewlett-Packard toodab ka kaasaegseid kromatograafe.
Kromatograafia protsessi vooskeem on sisuliselt väga lihtne ja on näidatud joonisel fig. 3. Järgmisena vaadeldakse ligikaudu selles järjestuses kromatograafi tööpõhimõtet.
Peamised kromatograafia tüübid
Peamised kromatograafia tüübid on adsorptsioon, ioonivahetus, vedelik, paber, õhuke kiht, geelfiltratsioon ja afiinsuskromatograafia.
Adsorptsioonkromatograafia. Sel juhul toimub ainete eraldamine ainete selektiivse (selektiivse) adsorptsiooni tõttu statsionaarses faasis. Selline selektiivne adsorptsioon on tingitud konkreetse ühendi afiinsusest tahke adsorbendi suhtes (statsionaarne faas) ja selle omakorda määrab nende molekulide polaarne interaktsioon. Seetõttu kasutatakse seda tüüpi kromatograafiat sageli selliste ühendite analüüsimisel, mille omadused on määratud polaarsete rühmade arvu ja tüübi järgi. Adsorptsioonkromatograafia hõlmab ioonivahetus-, vedeliku-, paberi-, õhukese kihi ja gaasi adsorptsioonkromatograafiat. Gaas-adsorptsioonkromatograafiat on täpsemalt kirjeldatud lõigus “Eluendi analüüs”.
Ioonivahetuskromatograafia. Ioonivahetusvaike kasutatakse statsionaarse faasina (joonis 4), nii kolonnides kui ka õhukese kihina plaadil või paberil. Eraldamised viiakse tavaliselt läbi vesikeskkonnas, seega kasutatakse seda meetodit peamiselt anorgaanilises keemias, kuigi kasutatakse ka lahustite segusid. Sel juhul on eraldamise liikumapanevaks jõuks eraldatud lahuse ioonide erinev afiinsus statsionaarses faasis vastupidise polaarsusega ioonivahetuskeskuste suhtes.
Vedelikkromatograafia. Sel juhul on statsionaarne faas vedelik. Kõige tavalisem juhtum on vedelkolonnkromatograafia adsorptsiooniversioon. Looduslike pigmentide eraldamise näide on näidatud joonisel fig. 5.
Riis. 5. Looduslike pigmentide (flavoonid ja isoflavoonid) kromatograafiline eraldamine
Paberkromatograafia. Statsionaarse faasina kasutatakse ribasid või paberilehti (joonis 6). Eraldamine toimub adsorptsioonimehhanismi abil ja mõnikord toimub see kahes risti asetsevas suunas.
Õhekihikromatograafia on mis tahes süsteem, milles statsionaarne faas on õhuke kiht, täpsemalt alumiiniumoksiidi kiht (paksus 2 mm) pasta kujul, mis kantakse klaasplaadile. Sellise süsteemi näide ja eraldamise tulemused on näidatud joonisel fig. 7.
Geelfiltratsioon ehk molekulaarsõel, kromatograafia. Selliste süsteemide eraldamise põhimõte on mõnevõrra erinev eelmistest juhtumitest. Statsionaarne faas on materjalid, tavaliselt geelid, mille poorsus on rangelt kontrollitud, mille tulemusena võivad segu mõned komponendid vastavalt molekulide suurusele ja kujule tungida geeliosakeste vahele, teised aga mitte. Seda tüüpi kromatograafiat kasutatakse kõige sagedamini suure molekulmassiga ühendite eraldamiseks. Üks selle meetodi kasutamise võimalustest on eraldatud ainete molekulmasside määramine, mis on sageli vajalikud keemilisteks uuringuteks (joonis 8).
Afiinsuskromatograafia. Seda tüüpi kromatograafia põhineb interaktsioonil aine vahel, ühelt poolt, mis on võimeline reageerima eraldatud ühendiga, ja teiselt poolt, mis on seotud statsionaarse faasi tahke kandjaga. Sellisel ainel on isoleeritud ühendi suhtes afiinsus ja seda nimetatakse afiinsusligandiks.
Seda meetodit kasutatakse kõige sagedamini biokeemilises analüüsis. Näiteks kui valke sisaldavad bioloogilised antigeenid lastakse läbi tsüaanbromiidiga aktiveeritud tselluloosi, toimub nende spetsiifiline retentsioon, nagu on näidatud skeemil 1.
Teise meetodi kohaselt töödeldakse valkude kinnitamiseks tselluloosi hüdroksüülrühma esmalt 2-amino-4,6-dikloro- Sim-triasiin ja seejärel reageerib nende interaktsiooni saadus valgu aminorühmaga vastavalt skeemile 2:
Loomulikult ei ole kromatograafiameetodite arv piiratud ülalloetletutega. Kromatograafiat kombineeritakse sageli teiste füüsikalis-keemiliste meetoditega, näiteks massispektromeetriaga, kuid selle artikli eesmärk on tutvustada lugejale vaid kromatograafia üldpõhimõtteid. Seetõttu kaalume järgmisena kromatograafia tulemuste töötlemist.
Kromatogrammide väljatöötamise meetodid
Manifestatsioon on eraldatud ainete ülekandmine liikuva faasi poolt. Arendust saab läbi viia kolmel peamisel viisil: frontaalanalüüs, nihkumine ja elueerimine. Kõige laialdasemalt kasutatav on elueerimine.
Frontaalne analüüs. See on kõige lihtsam juhtum, kuna siin toimib proov liikuva faasina. Seda lisatakse süsteemi pidevalt, seega on vaja suuri proovikoguseid. Tulemused on näidatud joonisel fig. 9.
Mitme tsooni moodustumine on tingitud erinevate komponentide erinevast afiinsusest statsionaarse faasi suhtes. Esiserva nimetatakse esiservaks, sellest ka nimi. Esimene tsoon sisaldab ainult kõige vähem säilinud ainet A, mis liigub kõige kiiremini. Teine tsoon sisaldab aineid A ja B. Kolmas tsoon on ainete A, B ja C segu. Frontaalanalüüsis saadakse ainult komponent A vedelal kujul.
Nihkeanalüüs. Sel juhul on liikuval faasil suurem afiinsus statsionaarse faasi suhtes kui eraldataval ainel. Statsionaarsesse faasi süstitakse väike proov. Kuid oma kõrge afiinsuse tõttu nihkub liikuv faas välja ja surub läbi kõik komponendid. See tõrjub välja kõige tugevamalt sorbeerunud komponendi B, mis omakorda tõrjub välja aine B, mis tõrjub välja kõige vähem sorbeeritud komponendi A. Erinevalt frontaalanalüüsist on selle meetodi abil võimalik saada kõik põhikomponendid üksikul (vedelal) kujul.
Eluendi analüüs. Soluudi liigutamiseks liikuv faas juhitakse läbi kromatograafiasüsteemi. Eraldumine toimub segu komponentide erineva afiinsuse tõttu statsionaarse faasi suhtes ja seetõttu nende erineva liikumiskiiruse tõttu. Kromatograafilisse süsteemi sisestatakse väike kogus proovi. Selle tulemusena moodustavad komponentidega tsoonid järk-järgult eraldi alad, mis on eraldatud puhta eluendiga. Tänu suurele eraldamise efektiivsusele on meetod muutunud enim kasutatavaks ja on suures osas asendanud muud eraldusvõimalused. Seetõttu käsitleme järgmisena selle meetodi teooriat ja riistvarakujundust.
Natuke teooriat. Sageli on mugav käsitleda kromatograafilisi protsesse kui ekstraheerimisprotsesside jada ja väga sarnaste omadustega aineid saab eraldada, kuna kromatograafiliste protsesside käigus toimub kiiresti ja samaaegselt sadu või isegi tuhandeid ekstraheerimistsükleid.
Kromatograafiliste protsesside efektiivsuse hindamiseks, lähtudes destilleerimise teoreetilisest kontseptsioonist (analoogiliselt õli eraldamisega destilleerimiskolonnides, kus teoreetiline plaat vastab destilleerimiskolonni sellele osale, milles aur ja vedelik on tasakaalus), kontseptsioon "kõrgus on samaväärne teoreetilise plaadiga"(VETT). Seega käsitletakse kromatograafilist kolonni hüpoteetiliste kihtide (plaatide) kogumina. HETT all mõeldakse tavaliselt kihi paksust, mis on vajalik, et eelmisest kihist tulev segu jõuaks tasakaalu selle kihi liikuvas faasis oleva aine keskmise kontsentratsiooniga. Seda saab kirjeldada järgmise valemiga:
BETT = L/N,
Kus L- veeru pikkus, N– teoreetiliste plaatide arv.
HETT on ainete eraldamise kokkuvõtlik omadus. Segu komponentide eraldamine on aga oluline, kuid mitte piisav. On vaja identifitseerida iga komponent ja määrata selle kogus proovis. Tavaliselt tehakse seda kromatogrammide töötlemise teel – aine kontsentratsiooniga võrdelise signaali intensiivsuse sõltuvus eraldusajast. Mõned kromatogrammide näited on näidatud joonisel fig. 10, 11.
Nimetatakse aega proovi kolonni sisestamisest kuni maksimummaksimumi registreerimiseni säilitusaeg (tR). Optimaalsetes tingimustes ei sõltu see sisestatud proovi kogusest ja, võttes arvesse kolonni geomeetrilisi parameetreid, määrab selle konkreetse ühendi struktuur, st see on komponentide kvalitatiivne omadus. Komponendi kvantitatiivset sisaldust iseloomustab piigi suurus, õigemini selle pindala. Count tipu pindala tehakse tavaliselt automaatselt, kasutades integraatorinstrumenti, mis registreerib nii retentsiooniaja kui ka piigi pindala. Kaasaegsed seadmed võimaldavad kohe saada arvuti väljatrüki, mis näitab kõigi eraldatava segu komponentide sisaldust.
Kromatograafi töö. Lihtsaima gaasikromatograafi paigaldusskeem on näidatud joonisel fig. 12. See koosneb gaasiballoonist, mis sisaldab liikuvat inertset faasi (kandegaasi), kõige sagedamini heeliumi, lämmastikku, argooni jne. Kasutades reduktorit, mis vähendab gaasi rõhku vajaliku tasemeni, siseneb kandegaas kolonni, mis on toru, mis on täidetud sorbendi või muu statsionaarse faasina toimiva kromatograafilise materjaliga.
Riis. 12. Gaaskromatograafi tööskeem:
1 – kõrgsurveballoon kandegaasiga; 2 – voolu stabilisaator; 3 ja 3" – manomeetrid; 4 – kromatograafiline kolonn; 5 – proovi süstimise seade; 6 – termostaat; 7 – detektor; 8 – salvesti; 9 – voolumõõtur
Kromatograafiakolonn on kromatograafi "süda", kuna just selles toimub segude eraldumine. Kõlarid on enamasti valmistatud klaasist; Seal on terasest, teflonist ja kapillaarsambad. Proovi sisestamise seade paigaldatakse kolonni gaasi sisselaskeava lähedale. Kõige sagedamini manustatakse proovi süstla abil, läbistades kummimembraani. Analüüsitud segu eraldatakse kolonnis ja siseneb detektorisse – seadmesse, mis teisendab eraldustulemused salvestamiseks mugavasse vormi.
Üks enamkasutatavaid detektoreid on kataromeeter, mille tööpõhimõte põhineb erinevate kehade soojusmahtuvuse mõõtmisel.
Joonisel fig. Joonisel 13 on näidatud kataromeetri diagramm. Metallist spiraal (takistusniit) asetatakse silindrilisse õõnsusse, mis kuumeneb alalisvoolu läbimise tagajärjel. Kui kandegaas voolab läbi selle konstantse kiirusega, jääb spiraali temperatuur muutumatuks. Kui aga gaasi koostis muutub elueeriva aine ilmumisel, siis muutub spiraali temperatuur, mille seade salvestab.
Teine levinud detektor on leekionisatsioonidetektor, mille diagramm on näidatud joonisel fig. 14. See on palju tundlikum kui kataromeeter, kuid nõuab lisaks kandegaasile ka vesiniku varustamist. Eluenti sisaldavast kolonnist väljuv kandegaas segatakse vesinikuga ja läheb detektori põletiotsikusse. Leek ioniseerib eluendi molekulid, mille tulemusena elektroodide vaheline elektritakistus väheneb ja vool suureneb.
Vedelikkromatograafias kasutatakse spektrofotomeetrilisi detektoreid (nähtavas, UV ja IR piirkonnas), samuti lahuste murdumisnäitajate mõõtmisel põhinevaid refraktomeetrilisi detektoreid.
Need on üldiselt kromatograafilise analüüsi põhialused. Loomulikult on artiklis toodud vaid kromatograafia üldpõhimõtted ja sageli on need lihtsalt ära märgitud. Tegelikult on selle meetodi "köök" üsna suur ja keeruline. Selle artikli peamine eesmärk on autori sõnul tõmmata noorte lugejate tähelepanu sellele võimsale meetodile.
Need, kes soovivad selle valdkonnaga lähemalt tutvuda, võivad vaadata allolevat kirjandust.
Kirjandus
Zhukhovitsky A.A., Turkeltaub N.M. Gaasikromatograafia. M.: Gostoptekhizdat, 1962, 240 lk;
Sakodinsky K.I., Kiselev A.V., Iogansen A.V. ja teised.Gaasikromatograafia füüsikalis-keemiline rakendamine. M.: Keemia, 1973,
254 lk;
Vedelikkolonnkromatograafia. 3 köites Toim. Z. Deila, K. Macieka, J. Janaka. M.: Mir, 1972;
Berezkin V.G., Alishoev V.R., Nemirovskaja I.B.. Gaasikromatograafia polümeeri keemias. M.: Nauka, 1972, 287 lk.;
Morozov A.A. Kromatograafia anorgaanilises analüüsis. M.: Kõrgem. kool, 1972, 233 lk;
Berezkin V.G., Bochkov A.S.. Kvantitatiivne õhukese kihi kromatograafia. M.: Nauka, 1980, 183 lk.;
Kromatograafia ja sellega seotud tehnikate laborijuhend. 2 köites Ed. O. Mikesh. M.: Mir, 1982, kd 1–2, 783 lk;
Keskkonna kromatograafiline analüüs. Ed. R. Groba. M.: Mir, 1979, 606 lk;
Kirchner Yu. Õhukese kihi kromatograafia. 2 köites M.: Mir, 1981, 1. kd, 615 lk, 2, 523 lk;
Ekstraheerimiskromatograafia. Ed. T. Brown, G. Guersini. M.: Mir, 1978, 627 lk.
V. V. Safonov,
Moskva professor
riigitekstiil
nime saanud akadeemia A. N. Kosygina
-> Lisage saidile materjale -> Analüütiline keemia -> Zolotov Yu.A. -> "Analüütilise keemia alused, 2. köide" ->
Analüütilise keemia alused, 2. köide - Zolotov Yu.A.
Zolotov Yu.A., Dorokhova B.N., Fadeeva V.I. Analüütilise keemia alused 2. köide - M.: Kõrgkool, 1996. - 461 lk.ISBN 5-06-002716-3
Lae alla(otselink) : osnovianalhimt21996.djvu Eelmine 1 .. 164 > .. >> Järgmine
Stepanov A.B., Korchemnaja E.K. Elektromigratsiooni meetod anorgaanilises analüüsis. - M.: Keemia, 1979.
Hwang S, Kammermeier K. Membraanide eraldamise protsessid. - M.: Keemia, 1981.
8. peatükk
Aivaeov B.V. Gaaskromatograafia alused. - M.: Kõrgkool, 1977. Belyavskaya T.A., Bolshova T.A., Brykina G.D. Anorgaaniliste ainete kromatograafia. - M.: Kõrgkool, 1986.
447
Berezkin V.G., Bochkov A.S. Kvantitatiivne õhukese kihi kromatograafia.
- M.: Teadus, 1980.
Kvantitatiivne analüüs kromatograafiliste meetoditega / Toim. E. Katz.
- M.: Mir, 1990.
Perry S, Amos R, Brewer P. Vedelikkromatograafia praktiline juhend. - M.: Mir, 1974.
Styskin E.L., Itsikson L.B., Braude E.V. Praktiline kõrgsurvevedelikkromatograafia. - M.: Keemia, 1986.
Shatz V.D., Sakhartova O.V. Kõrgefektiivne vedelikkromatograafia. - Riia: Zinatne, 1988.
Shpigun O.A., Zolotov Yu.A. Ioonkromatograafia ja selle rakendamine veeanalüüsis. - M.: Moskva Riikliku Ülikooli kirjastus, 1990.
Engelhardt T.H. Vedelikkromatograafia kõrgel rõhul. - M.: Mir, 1980.
9. peatükk
Dyatlova N.M., Temkina V.Ya., Popov K.I. Kompleksoonid ja metallide kompleksonaadid. - M.: Keemia, 1988.
Näitajad/Toim. P. Piiskop. T. i ja 2., - M.: Mir, 1976.
Przybil R. Etüleendiamiintetraäädikhappe ja sellega seotud ühendite analüütilised rakendused. - M.: Mir, 1975.
Titrimeetrilised meetodid mittevesilahuste analüüsimiseks/Ed. V.D. Rahulik. - M.: Keemia, 1986.
Ashworth M.R.F. Titrimeetrilised meetodid orgaaniliste ühendite analüüsimiseks. Otsesed tiitrimismeetodid. - M.: Keemia, 1968.
10. peatükk
Bond A.M. Polarograafilised meetodid analüütilises keemias. - M.: Keemia, 1983.
Koryta I. Ioonid, elektroodid, membraanid. - M.: Mir, 1983.
Mayranovsky S.G., Stradyn Ya.P., Bezuglyi V.P. Polarograafia orgaanilises keemias. - M.: Keemia, 1975.
Nikolsky B.P., Materova E.A. Ioonselektiivsed elektroodid. - L.: Keemia, 1980.
Plambeck J. Elektrokeemilised analüüsimeetodid. Põhiteooria ja rakendus. - M.: Mir, 1985.
Ioonselektiivsete elektroodide kasutamise teatmik. - M.: Mir, 1986. 448
11. peatükk
Benwell K. Molekulaarspektroskoopia alused. - M.: Mir, 1985. Britske M.E. Aatomabsorptsiooni spektrokeemiline analüüs. - M.: Keemia, 1982.
Vilkov L.V., Pentin Yu.A. Füüsikalised uurimismeetodid keemias. Resonants- ja elektrooptilised meetodid. - M.: Kõrgkool, 1989.
Vilkov L.V., Pentin Yu.A. Füüsikalised uurimismeetodid keemias. Struktuurimeetodid ja optiline spektroskoopia. - M.: Kõrgkool, 1987.
Demotroeder V. Laserspektroskoopia. - M.: Teadus, 1985.
Zaydel A.N. Aatomi fluorestsentsanalüüs. Meetodi füüsiline alus.
- M.: Teadus, 1980.
Ionin B.I., Ershov B.A., Koltsov A.I. NMR-spektroskoopia orgaanilises keemias. - L.: Keemia, 1983.
Kuznetsova L.A., Kuzmenko N.E., Kuzyakov Yu.Ya., Plastinin Yu.A. Kaheaatomiliste molekulide optiliste üleminekute tõenäosused. - M.: Teadus, 1980.
Kuzyakov Yu.Ya., Semenenko K.A., Zorov N.B. Spektraalanalüüsi meetodid.
- M.: Moskva Riikliku Ülikooli kirjastus, 1990.
Peshkova V.M., Gromova M.I. Absorptsioonspektroskoopia meetodid analüütilises keemias. - M.: Kõrgkool, 1976.
Hind V. Analüütiline aatomabsorptsioonspektroskoopia. - M.: Mir, 1976.
Ultratundlik laserspektroskoopia/Ed. D. Kliger.
- M.: Mir, 1986.
Terek T., Mika J., Gegush E. Emissioonispektri analüüs. T. 1 ja 2.
- M.: Mir, 1982.
Thompson M., Walsh D.N. Induktiivsidestatud plasmaspektromeetria analüüsi juhend. - M.: Nedra, 1988.
Chudinov E.G. Aatomiemissiooni analüüs induktsioonplasmaga.//Itogi Nauki i Tekhniki. - M.: VINITI. 1990. aasta.
12. peatükk
Polyakova A.A. Orgaaniliste ühendite molekulmassi spektraalanalüüs. - M.: Keemia, 1983.
Spektroskoopilised meetodid mikroelementide määramiseks / Toim. J. Winefordner. - M.: Mir, 1979.
Sysoev A.A., Chupakhin M.S. Sissejuhatus massispektromeetriasse. - M.: Atom-izdat, 1977.
449
13. peatükk
Kuznetsov R.A. Aktiveerimise analüüs. - M.: Atomizdat, 1974. Radioanalüütilise keemia uued meetodid / Toim. G.N. Bilimovitš ja M. Kirša. - M.: Energia, 1982.
14. peatükk
Pavlova S.A., Žuravleva I.V., Tolchinsky Yu.I. Orgaaniliste ja makromolekulaarsete ühendite termiline analüüs. - M.: Keemia, 1983.
Topor N.D., Ogorodova L.P., Melchakova L.V. Mineraalide ja anorgaaniliste ühendite termiline analüüs. - M.: Moskva Riikliku Ülikooli kirjastus, 1987.
Wendlandt U. Termilised analüüsimeetodid. - M.: Mir, 1978.
Shestak Ya. Termilise analüüsi teooria. Tahkete anorgaaniliste ainete füüsikalis-keemilised omadused. - M.: Mir, 1987.
15. peatükk
Barker F. Arvutid analüütilises keemias. - M.: Mir, 1987.
Johnson K.D. Numbrilised meetodid keemias. - M.: Mir, 1983.
Jure P., Eienauer T. Mustri äratundmine keemias: - M.: Mir, 1977.
Matemaatilised meetodid ja arvutid analüütilises keemias/Toim. L.A. Gribova. - M.: Teadus, 1989.
Õpetada G. Personaalarvutid teadlastele. - M.: Mir, 1990.
Forsyth D., Malcolm M., Mowler K. Matemaatiliste arvutuste masinmeetodid. - M.: Mir, 1980.